Окончание статьи.
Обновлено 03.10.2018 21:10
Инсулин для регулирования обмена белка. Инсулин известен как регулятор обмена мышечных белков; однако не выяснен способ, посредством которого инсулин способствует анаболизму скелетных мышц у человека. Согласно имеющимся данным, инсулин активирует несколько белков (например, фосфатидилинозитол-3-киназу (PI3K)), которые вызывают фосфорилирование нижележащих сигнальных молекул, играющих ключевую роль в регуляции синтеза белков и гликогена (50). Кроме того, инсулин известен ослаблением убиквитинового протеолиза (95), который предположительно отвечает за деградацию многих мышечных белков (116), а также может через активацию калпейн или каспазы разрушать миофибриллы, в которых содержатся большинство белков скелетных мышц (91).
Несколько исследований непосредственно оценивали влияние инсулина на обмен белка при упражнениях с отягощениями. После упражнений с отягощениями натощак проявляется небольшое дополнительное влияние инсулина на СМБ (5, 41). Вероятно, это обусловлено пониженной доступностью аминокислот внутри клетки, поскольку инсулин уменьшает вызванное тренировкой повышение РМБ (5). В экспериментах, где после тренировки с отягощениями потребляли углеводы, также сообщали о снижении РМБ, без влияния на СМБ (11, 54, 73). Например, Borsheim et al (15) обнаружили улучшение баланса мышечных белков при потреблении напитка, содержащего 100 г углеводов спустя 1 час после упражнений с отягощениями. Баланс оставался нулевым, но стал положительным только при оценке спустя 3 часа после приёма напитка. Таким образом, без увеличения доступности аминокислот лишь антипротеолитическое влияние инсулина недостаточно для начала накопления белков (положительного баланса белка) после упражнений с отягощениями.
Согласно некоторым данным, потери мышечной массы, которые обычно связывают с процессом старения, относительно не чувствительны к стимулированному инсулином поглощению аминокислот и стимуляции СМБ (118). Принимая во внимание данные Greenhaff et al (41), показывающие диссоциацию между инсулином и его эффектами или их отсутствием, мы полагаем, что любое связанное с возрастом снижение действия инсулина и его посредничество при стимуляции аминокислотами СМБ, вероятно, не обусловлено прямым действием инсулина на кинетику белка (42, 82). Вместо этого, по нашим предположениям, инсулин опосредует изменения кровотока в мелких сосудах (117), который может нарушаться у пожилых людей (99). Таким образом эффекты проявляется в относительно меньшей доставке аминокислот к мышцам при старении, что и приводит к нарушению ответного белкового синтеза.
АЭРОБНЫЕ УПРАЖНЕНИЯ И ОБЩИЕ ИЗМЕНЕНИЯ ОБМЕНА МЫШЕЧНЫХ БЕЛКОВ
Влияние упражнений на выносливость и обмен мышечных белков изучено относительно недостаточно. По-видимому, это связано с общим мнением, что подобные упражнения обычно не приводят к существенному увеличения размеров мышц. Тем не менее, изменения СМБ после упражнений на выносливость достаточен для восстановления и ремоделирования тканей, а также для изменения синтеза белковых фракций, которые не участвуют в гипертрофии мышц, например, белков митохондрий. В настоящее время различие видов и интенсивности упражнений затрудняет текущее понимание влияния аэробных упражнений на СМБ и ограничивает нашу способность сравнивать исследования (18, 66, 72, 112).
Первые эксперименты, оценивающие срочную реакцию СМБ на ходьбу по беговой дорожке при 40% от максимального потребления кислорода у нетренированных людей, установили, что упражнения с низкой нагрузкой способны стимулировать увеличение СМБ (18, 97). Тем не менее, Tipton et al (112) отметили неспособность тренировки по плаванию высокой интенсивности стимулировать значительный ответный СМБ у тренированных пловчих. Подобные противоречия в результатах могут быть связаны с изучаемыми мышцами (латеральная широкая или дельтовидная), видом упражнений или уровнем тренированности спортсменов. Разумеется, последний фактор оказывает значительное влияние на результаты, так как было показано, что долговременная аэробная тренировка приводит к повышению базального уровня СМБ (88, 98).
Применение уникальной модели упражнений на выносливость - удары одной ногой на модифицированном эргометре Krog - стимулировало синтез белков саркоплазмы и миофибрилл в течение 48 и 72 часов, соответственно (72). Тем не менее, упражнения на выносливость обычно не связывают с гипертрофией скелетных мышц, что следует ожидать при таком существенном повышении синтеза белков миофибрилл. Поэтому «аэробные» упражнения одной ногой, видимо правильнее называть упражнениями с отягощениями низкой интенсивности. В нашей лаборатории недавно оценивали специфическую реакцию отдельных белков (миофибрилл и митохондрий), находящихся в скелетных мышцах, после велоэргометрии одной ногой в течение 45 минут при 75% от максимального потребления кислорода в тренированном и нетренированном состоянии. Независимо от уровня тренированности, мы наблюдали значительное увеличение синтеза белков митохондрий. При этом не отмечалось увеличение синтеза белков миофибрилл (123). Таким образом, белки митохондрий и в некоторой степени саркоплазматические белки являются основными белками, способствующими увеличению смешанного СМБ после упражнений на выносливость.
РЕАКЦИЯ СИГНАЛЬНЫХ ПРОЦЕССОВ В КЛЕТКЕ НА ТРЕНИРОВКУ И ПИТАНИЕ
Быстрое увеличение синтеза мышечных белков после тренировки и повышения доступности аминокислот подтверждает, что эти изменения опосредованы постранскрипционными механизмами (19). Тренировки и аминокислоты способны активировать синтез мышечных белков через отдельные, но сходящиеся сигнальные пути, с максимальной стимуляцией инициации трансляции и синтеза белков, требующей базальных уровней инсулина. Несмотря на то, что подробная оценка контроля транскрипции выходит за рамки данного обзора (6, 10, 28, 49), мы кратко обсудим ключевые регуляторные этапы сигнальных путей, в ответ на упражнения с отягощениями и питание. Заслуживает внимания недавно выявленная диссоциация между активацией сигнальных молекул и изменениями СМБ (41). Мы полагаем, что в случае адекватности стимула несколько сигнальных молекул (например, мишень рапамицина млекопитающих (mTOR)) реагируют на тренировку и аминокислоты почти максимально; в результате скоординированно увеличивается СМБ. Тем не менее, в связи с разрешающей, а не модулирующей ролью инсулина в отношении СМБ (41, 93), мы считаем, что значительное повышение инсулина усиливает активацию анаболических сигнальных молекул (предположительно, отражается в фосфорилировании), без дополнительного повышения СМБ (Рис. 4).
Рис. 4. Модель, показывающая как упражнения (Упр) и аминокислоты (АК) активируют анаболические сигнальные пути, инициирующие ответный СМБ. После достижения максимальной реакции дополнительное увеличение активации анаболических сигнальных белков (преимущественно через фосфорилирование) вероятно опосредуется инсулином, но не ведёт к дополнительному увеличению СМБ.
КЛЕТОЧНЫЕ СИГНАЛЬНЫЕ ПУТИ ПРИ ТРЕНИРОВКЕ С ОТЯГОЩЕНИЯМИ
До сих пор не выяснен точный механизм, ответственный за передачу сократительных сигналов от цитоскелета клетки к аппарату белкового синтеза. Согласно данным исследований грызунов (31, 32, 40) и клеточных культур (126), киназа фокальной адгезии (FAK) – белок чувствительный к нагрузке, потенциальное звено в механотрансдукции нагрузочных стимулов к стимуляции СМБ. Недавно было показано, что фосфорилирование FAK не изменяется в течение 6 часов после однократной тренировки с отягощениями (38). Предполагают, что фосфорилирование FAK кратковременно и происходит непосредственно после нагрузки или в ответ на хроническую разгрузку (38). Это мнение поддерживается значительно большим фосфорилированием FAK у людей после 10 недель тренировки на выносливость или с отягощением, чем до тренировок, что подразумевает необходимость хронического стимула (123).
В настоящее время начинают постепенно прояснятся клеточные механизмы, находящиеся под сарколеммой, инициирующие ответный белковый синтез (7, 90). Так, основные посредники активации, такие как протеинкиназа В (Akt), mTOR и его эффекторы, 4Е связывающий белок (4E-BP1), протеинкиназа 70-кДа S6 (p70S6K) и рибосомный белок S6 (rpS6) проявили активность в срочный промежуточный (1 – 4 ч) период после тренировки (21, 26, 29, 46, 56, 125). Ответная реакция ожидается из-за того, что активация необходима для инициации реакции белкового синтеза. Однако о степени активации в более поздний период после однократной нагрузки известно мало. Согласно последним данным из нашей лаборатории, спустя 6 часов после упражнений с отягощениями натощак, mTOR уже фосфорилирован недостаточно; тем не менее, в нижележащих эффекторах p70S6K сохраняется значительная активность (38).
Ещё одной недостаточно исследованной переменной является влияние долговременной тренировки с отягощениями на клеточные сигнальные пути. Установлено, что тренировка может влиять на объём синтеза отдельных классов мышечных белков (миофибрилл и митохондрий) (123). Поэтому можно ожидать изменение активности ключевых инициирующих белковых факторов/киназ, контролирующих эти реакции. Недавно было показано увеличение фосфорилировании в покое Akt, фактора инициации эукариот 4E (elF4E), FAK и киназы гликогенсинтазы (GSK-) после 10-недельной тренировки с отягощениями. Кроме того, продолжительность активации уменьшалась по сравнению с нетренированным состоянием (123). Согласно имеющимся данным, 10-недельная тренировка модифицирует активированное состояние анаболических сигнальных молекул таким образом, что они легче реагируют инициацией синтеза белка в ответ на тренировочные стимулы. Тем не менее, в ответ на долговременную тренировку (8 – 9 лет) в определённом направлении (с отягощениями или на выносливость) анаболические сигналы могут подавляться (21). Это согласуется с идеей адаптивности тренировочного процесса и необходимостью повышать тренировочную нагрузку для достижения большего эффекта от занятий (принцип перегрузки) (58).
КЛЕТОЧНЫЕ СИГНАЛЬНЫЕ ПУТИ ПРИ ТРЕНИРОВКЕ НА ВЫНОСЛИВОСТЬ
Подобно упражнениям с отягощениями, тренировка на выносливость активирует белки, вовлечённые в регулирование СМБ (например, mTOR) (69). Тем не менее, одной из наиболее заметных адаптаций к тренировке на выносливость является увеличение аэробных способностей скелетных мышц, которое преимущественно обусловлена увеличением содержания митохондрий. Таким образом, изменения белкового синтеза митохондриальных (а не миофибриллярных) белков представляют особый интерес при изучении упражнений на выносливость. Одним из направлений, привлекающих особое внимание, является сигнальный каскад АМФ-активируемая протеинкиназа (AMPK) – 1-альфа-коактиватор гамма-рецептора, активируемого пролифераторами пероксисом (PGC-1α) и его роль в биогенезе митохондрий. Срочные упражнения на выносливость увеличивают транскрипцию и содержание иРНК PGC-1α, и этот эффект дополнительно усиливается при тренировке (89).
КЛЕТОЧНЫЕ СИГНАЛЬНЫЕ ПУТИ И ПИТАНИЕ
При оценке регуляции белкового синтеза питанием, основными эффекторами являются гормон инсулин и аминокислоты. Инсулин без повышения уровня аминокислот не стимулирует СМБ (41). Тем не менее, сигналы от инсулина проходят через несколько внутриклеточных путей, вовлечённых в инициацию трансляции и синтез белков, следовательно, принимают участие в модуляции этих клеточных реакций. Связывание инсулина с рецептором активирует PI3K, которая инициирует сигнальный каскад через Akt/протеинкиназу В (РКВ). Как упоминалось выше, Akt/РКВ фосфорилирует mTOR, который через эффекторы p70S6k1, а также 4Е-ВР1, приводит в конце концов к запуску трансляции и увеличению синтеза белка.
Аминокислоты также стимулируют несколько белков, участвующих в инициации трансляции, включая mTOR (22), p70S6k1 (22, 64), а также 4Е-ВР1 (65). Тем не менее, аминокислоты не активируют PI3K или Akt/PKB, а значит, стимуляция аминокислотами mTOR должна проходить через другие, не инсулиновые, вышележащие пути. Первоначально считали, что активация mTOR аминокислотами опосредована белками: комплексом туберозного склероза (TSC1/2), G-белок подобными β-субъединицами (GβL), регуляторным белком, связанным с mTOR (Raptor) или гомологом Ras, витаминизирующий мозг (Rheb) (9). Однако, согласно последним данным, аминокислоты стимулируют mTOR через PI3K 3 класса, человеческий вакуолярный сортирующий белок 34 (hVps34) (16, 78).
ПОЛОВЫЕ РАЗЛИЧИЯ БЕЛКОВОГО ОБМЕНА
Половые различия метаболизма белка в сравнении с обменом жиров или углеводов невелики (96, 106). Однако немногочисленные исследования, сравнивающие мужчин и женщин, показали в общем, что женщины в меньшей степени используют белок в качестве субстрата при аэробных упражнениях, чем сопоставимые коллеги-мужчины (61, 62, 83). Также, согласно имеющимся данным, кинетика белка относительно мало меняется в течение менструального цикла, показывая, что срочные различия эстрогена и прогестерона, по-видимому, не столь сильно влияют на обмен белка в организме или мышцах (70). Кроме того, в базальном состоянии, по крайней мере, если кинетика нормализована к сухой массе, мужчины и женщины идентичны по скорости обмена мышечного белка (36).
В ответ на тренировки и питание молодые мужчины и женщины реагируют количественно и качественно сходным образом, так как в исследованиях, где испытуемыми были мужчины и женщины, половые различия оказались незначительными (26, 92, 114). Тем не менее, на сегодняшний день нам неизвестны исследования, оценивающие реакцию на питание и тренировки отдельно и в сочетании, в которых бы предпринимались систематические сравнения между мужчинами и женщинами. Однако при оценке данных о долговременной адаптации к тренировкам с отягощениями у мужчин и женщин результаты исследований говорят, что, несмотря на имеющиеся количественные различия в гипертрофии и приросте мышц, относительные изменения аналогичны (1, 45, 57). Таким образом, молодые женщины способны увеличить мышцы в результате тренировки с отягощениями (103, 120), несмотря на 10-кратное различие с мужчинами в концентрации тестостерона. Эти наблюдения согласуются с мнением о доминировании локального механизма увеличения СМБ и мышечной массы над системным, обусловленным концентрацией андрогенов в кровообращении.
Согласно немногочисленным данным, сухожилия у женщин потенциально хуже адаптируются к физическим упражнениям (71, 122). Примечательно, что эта пониженная способность к адаптации сухожилий может усугубляться от приёма оральных контрацептивов (42). Принимая во внимание большее количество травм связок и сухожилий у женщин по сравнению с мужчинами, данная область определённо является предметом исследований половых различий.
Несмотря на небольшие различия в обмене белка у молодых женщин и мужчин, для пожилых людей ситуация меняется: обнаружены различия базального СМБ (101). Возможно важнее, что пожилые женщины также оказались неспособными увеличивать СМБ в ответ на приём белка (101). У пожилых женщин понижена способность увеличивать мышцы от тренировки с отягощениями (2, 15, 57). Последние неопубликованные данные подтверждают гипотезу о нарушенной возможности гипертрофии у пожилых женщин, а также показывают меньшее увеличение СМБ после тренировки с отягощениями по сравнению с мужчинами (100). Причиной подобных изменения может быть пониженная способность и отзывчивость к анаболическим сигналам (37, 80, 101); тем не менее для окончательных выводов необходимо больше исследований взаимодействия возраста, пола и анаболизма, а также их связи с питанием и тренировкой с отягощениями.
ЗНАЧЕНИЕ И ПЕРСПЕКТИВЫ
За последние несколько лет наше общее понимание регуляции обмена мышечных белков при тренировках и восстановлении стало более определённым. Всё очевиднее, что ответный СМБ строго регулируется и на размеры реакции можно влиять изменением множества факторов, связанных с самой тренировкой, а также с питанием. Существуют половые различия в обмене белков, связанные с тренировкой, но эти различия относительно невелики. В отличие от этого, у пожилых женщин по неизвестным причинам может развиться анаболическая резистентность к питанию и тренировкам. Понимание реакций отдельных субфракций мышечных белков (миофибриллярной, митохондриальной и саркоплазматической) и будущего отдельных белков прояснит различные изменения, вызванные тренировкой, и способы, посредством которых происходят различные адаптации мышц и в конечном итоге физиологические изменения, связанные с пластичностью скелетных мышц.
Тем не менее, существуют некоторые пробелы в исследованиях, которые не позволяют полностью понять регуляцию обмена белков после тренировки, а значит, необходимы дальнейшие исследования. Например, у людей наблюдается диссоциация между сигнальными белками, регулирующими инициацию белкового синтеза, и скоростью синтеза белка при непосредственном измерении (41). По-видимому, изменения молекулярных сигналов, регулирующих СМБ после тренировки, происходят очень быстро. Поэтому необходимо установить детальные хронологические последовательности сигналов и реакции мышечных белков в период непосредственно после нагрузки. В настоящее время большинство результатов получены в отдельные временные точки после тренировки (3 – 5, 48, 85, 87, 115). Мы полагаем, что за увеличение СМБ в более позднем периоде (24 – 72 часа) отвечают различные механизмы (72, 82), которые нужны для ремоделирования мышц и успешной адаптации к тренировочным стимулам. Следовательно, требуется провести эксперименты, оценивающие белковый обмен в период, начинающийся после срочного постнагрузочного (первые 1 – 4 часа), но меньший по продолжительности, чем долговременная адаптация к тренировке. В общем и целом, следует обратить внимание на то, что большинство исследований, оценивающих обмен белка в мышцах, выполнены в строго контролируемых условиях, помогающих выделить специфические механистические реакции на различные воздействия, а значит, неприменимы непосредственно к свободно живущим людям. В исследованиях зачастую используют модели, не назначаемые/не используемые в повседневной жизни. Тем не менее, эти исследования дают необходимую научную основу для диетологических и тренировочных вмешательств, которые впоследствии можно назначать различным группам населения в более «реальном мире». И наконец, хотя это и не основная регулируемая переменная, изменение распада мышечных белков после тренировки (особенно в период 24 – 72 часа), изучено недостаточно. Недостатки методологии при измерении скорости распада фракций, непосредственного измерения распада мышечных белков в скелетных мышцах в значительной степени ограничивают их использование в сытом состоянии и тем самым мешают полностью понять обмен белка в мышцах после физических нагрузок.
ИСТОЧНИКИ
1. 1.↵
Abe T, DeHoyos DV, Pollock ML, Garzarella L. Time course for strength and muscle thickness changes following upper and lower body resistance training in men and women. Eur J Appl Physiol 81: 174–180,2000.
2. 2.↵
Bamman MM, Hill VJ, Adams GR, Haddad F, Wetzstein CJ, Gower BA, Ahmed A, Hunter GR.Gender differences in resistance-training-induced myofiber hypertrophy among older adults. J Gerontol A Biol Sci Med Sci 58: 108–116,2003.
3. 3.↵
Biolo G, Maggi SP, Williams BD, Tipton KD, Wolfe RR. Increased rates of muscle protein turnover and amino acid transport after resistance exercise in humans. Am J Physiol Endocrinol Metab 268: E514–E520,1995.
4. 4.↵
Biolo G, Tipton KD, Klein S, Wolfe RR. An abundant supply of amino acids enhances the metabolic effect of exercise on muscle protein. Am J Physiol Endocrinol Metab 273: E122–E129, 1997.
5. 5.↵
Biolo G, Williams BD, Fleming RY, Wolfe RR. Insulin action on muscle protein kinetics and amino acid transport during recovery after resistance exercise. Diabetes 48: 949–957, 1999.
6. 6.↵
Blomstrand E, Eliasson J, Karlsson HK, Kohnke R. Branched-chain amino acids activate key enzymes in protein synthesis after physical exercise. J Nutr 136: 269S–273S, 2006.
7. 7.↵
Bodine SC. mTOR signaling and the molecular adaptation to resistance exercise. Med Sci Sports Exerc38: 1950–1957, 2006.
8. 8.↵
Boirie Y, Dangin M, Gachon P, Vasson MP, Maubois JL, Beaufrere B. Slow and fast dietary proteins differently modulate postprandial protein accretion. Proc Natl Acad Sci USA 94: 14930–14935, 1997.
9. 9.↵
Bolster DR, Jefferson LS, Kimball SR. Regulation of protein synthesis associated with skeletal muscle hypertrophy by insulin-, amino acid- and exercise-induced signalling. Proc Nutr Soc 63: 351–356, 2004.
10. 10.↵
Bolster DR, Vary TC, Kimball SR, Jefferson LS. Leucine regulates translation initiation in rat skeletal muscle via enhanced eIF4G phosphorylation. J Nutr 134: 1704–1710, 2004.
11. 11.↵
Borsheim E, Aarsland A, Wolfe RR. Effect of an amino acid, protein, and carbohydrate mixture on net muscle protein balance after resistance exercise. Int J Sport Nutr Exerc Metab 14: 255–271, 2004.
12. 12.↵
Borsheim E, Cree MG, Tipton KD, Elliott TA, Aarsland A, Wolfe RR. Effect of carbohydrate intake on net muscle protein synthesis during recovery from resistance exercise. J Appl Physiol 96: 674–678, 2004.
13. 13.↵
Borsheim E, Tipton KD, Wolf SE, Wolfe RR. Essential amino acids and muscle protein recovery from resistance exercise. Am J Physiol Endocrinol Metab 283: E648–E657, 2002.
14. 14.↵
Bos C, Metges CC, Gaudichon C, Petzke KJ, Pueyo ME, Morens C, Everwand J, Benamouzig R, Tome D. Postprandial kinetics of dietary amino acids are the main determinant of their metabolism after soy or milk protein ingestion in humans. J Nutr 133: 1308–1315, 2003.
15. 15.↵
Brose A, Parise G, Tarnopolsky MA. Creatine supplementation enhances isometric strength and body composition improvements following strength exercise training in older adults. J Gerontol A Biol Sci Med Sci58: 11–19, 2003.
16. 16.↵
Byfield MP, Murray JT, Backer JM. hVps34 is a nutrient-regulated lipid kinase required for activation of p70 S6 kinase. J Biol Chem 280: 33076–33082, 2005.
17. 17.↵
Candow DG, Chilibeck PD, Facci M, Abeysekara S, Zello GA. Protein supplementation before and after resistance training in older men. Eur J Appl Physiol 97: 548–556, 2006.
18. 18.↵
Carraro F, Stuart CA, Hartl WH, Rosenblatt J, Wolfe RR. Effect of exercise and recovery on muscle protein synthesis in human subjects. Am J Physiol Endocrinol Metab 259: E470–E476, 1990.
19. 19.↵
Chesley A, MacDougall JD, Tarnopolsky MA, Atkinson SA, Smith K. Changes in human muscle protein synthesis after resistance exercise. J Appl Physiol 73: 1383–1388, 1992.
20. 20.↵
Coffey VG, Reeder DW, Lancaster GI, Yeo WK, Febbraio MA, Yaspelkis BB 3rd, Hawley JA. Effect of high-frequency resistance exercise on adaptive responses in skeletal muscle. Med Sci Sports Exerc 39:2135–2144, 2007.
21. 21.↵
Coffey VG, Zhong Z, Shield A, Canny BJ, Chibalin AV, Zierath JR, Hawley JA. Early signaling responses to divergent exercise stimuli in skeletal muscle from well-trained humans. FASEB J 20: 190–192,2006.
22. 22.↵
Cuthbertson D, Smith K, Babraj J, Leese G, Waddell T, Atherton P, Wackerhage H, Taylor PM, Rennie MJ. Anabolic signaling deficits underlie amino acid resistance of wasting, aging muscle. FASEB J 19:422–424, 2005.
23. 23.↵
Dangin M, Boirie Y, Garcia-Rodenas C, Gachon P, Fauquant J, Callier P, Ballevre O, Beaufrere B.The digestion rate of protein is an independent regulating factor of postprandial protein retention. Am J Physiol Endocrinol Metab 280:E340–E348, 2001.
24. 24.↵
Dangin M, Guillet C, Garcia-Rodenas C, Gachon P, Bouteloup-Demange C, Reiffers-Magnani K, Fauquant J, Ballevre O, Beaufrere B. The rate of protein digestion affects protein gain differently during aging in humans. J Physiol 549:635–644, 2003.
25. 25.↵
Dreyer HC, Drummond MJ, Pennings B, Fujita S, Glynn EL, Chinkes DL, Dhanani S, Volpi E, Rasmussen BB. Leucine-enriched essential amino acid and carbohydrate ingestion following resistance exercise enhances mTOR signaling and protein synthesis in human muscle. Am J Physiol Endocrinol Metab294: E392–E400, 2008.
26. 26.↵
Dreyer HC, Fujita S, Cadenas JG, Chinkes DL, Volpi E, Rasmussen BB. Resistance exercise increases AMPK activity and reduces 4E-BP1 phosphorylation and protein synthesis in human skeletal muscle.J Physiol 576: 613–624,2006.
27. 27.↵
Drummond MJ, Miyazaki M, Dreyer HC, Pennings B, Dhanani S, Volpi E, Esser KA, Rasmussen BB. Expression of growth-related genes in young and old human skeletal muscle following an acute stimulation of protein synthesis. J Appl Physiol (September 11 2008). doi:10.1152/japplphysiol.90842.2008.
28. 28.↵
Drummond MJ, Rasmussen BB. Leucine-enriched nutrients and the regulation of mammalian target of rapamycin signalling and human skeletal muscle protein synthesis. Curr Opin Clin Nutr Met Care 11: 222–226, 2008.
29. 29.↵
Eliasson J, Elfegoun T, Nilsson J, Kohnke R, Ekblom B, Blomstrand E. Maximal lengthening contractions increase p70 S6 kinase phosphorylation in human skeletal muscle in the absence of Nutral supply. Am J Physiol Endocrinol Metab 291: E1197–E1205, 2006.
30. 30.↵
Esmarck B, Andersen JL, Olsen S, Richter EA, Mizuno M, Kjaer M. Timing of postexercise protein intake is important for muscle hypertrophy with resistance training in elderly humans. J Physiol 535: 301–311,2001.
31. 31.↵
Fluck M, Carson JA, Gordon SE, Ziemiecki A, Booth FW. Focal adhesion proteins FAK and paxillin increase in hypertrophied skeletal muscle. Am J Physiol Cell Physiol 277: C152–C162, 1999.
32. 32.↵
Fluck M, Ziemiecki A, Billeter R, Muntener M. Fibre-type specific concentration of focal adhesion kinase at the sarcolemma: influence of fibre innervation and regeneration. J Exp Biol 205: 2337–2348, 2002.
33. 33.↵
Fouillet H, Mariotti F, Gaudichon C, Bos C, Tome D. Peripheral and splanchnic metabolism of dietary nitrogen are differently affected by the protein source in humans as assessed by compartmental modeling. J Nutr 132: 125–133, 2002.
34. 34.↵
Fujita S, Abe T, Drummond MJ, Cadenas JG, Dreyer HC, Sato Y, Volpi E, Rasmussen BB. Blood flow restriction during low-intensity resistance exercise increases S6K1 phosphorylation and muscle protein synthesis. J Appl Physiol 103: 903–910, 2007.
35. 35.↵
Fujita S, Dreyer HC, Drummond MJ, Glynn EL, Cadenas JG, Yoshizawa F, Volpi E, Rasmussen BB. Nutrient signalling in the regulation of human muscle protein synthesis. J Physiol 582: 813–823, 2007.
36. 36.↵
Fujita S, Rasmussen BB, Bell JA, Cadenas JG, Volpi E. Basal muscle intracellular amino acid kinetics in women and men. Am J Physiol Endocrinol Metab 292: E77–E83, 2007.
37. 37.↵
Funai K, Parkington JD, Carambula S, Fielding RA. Age-associated decrease in contraction-induced activation of downstream targets of Akt/mTor signaling in skeletal muscle. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol 290:R1080–R1086, 2006.
38. 38.↵
Glover EI, Oates BR, Tang JE, Moore DR, Tarnopolsky MA, Phillips SM. Resistance exercise decreases eIF2Bε phosphorylation and potentiates the feeding-induced stimulation of p70S6K1 and rpS6 in young men. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol 295: R604–R610, 2008.
39. 39.↵
Goldspink G, Howells KF. Work-induced hypertrophy in exercised normal muscles of different ages and the reversibility of hypertrophy after cessation of exercise. J Physiol 239: 179–193, 1974.
40. 40.↵
Gordon SE, Fluck M, Booth FW. Selected Contribution: Skeletal muscle focal adhesion kinase, paxillin, and serum response factor are loading dependent. J Appl Physiol 90: 1174–1183, 2001.
41. 41.↵
Greenhaff PL, Karagounis L, Peirce N, Simpson EJ, Hazell M, Layfield R, Wackerhage H, Smith K, Atherton P, Selby A, Rennie MJ. Disassociation between the effects of amino acids and insulin on signaling, ubiquitin-ligases, and protein turnover in human muscle. Am J Physiol Endocrinol Metab 295:E595–E604, 2008.
42. 42.↵
Hansen M, Koskinen SO, Petersen SG, Doessing S, Frystyk J, Flyvbjerg A, Westh E, Magnusson SP, Kjaer M, Langberg H. Ethinyl oestradiol administration in women suppresses synthesis of collagen in tendon in response to exercise. J Physiol 586: 3005–3016, 2008.
43. 43.↵
Hartman JW, Tang JE, Wilkinson SB, Tarnopolsky MA, Lawrence RL, Fullerton AV, Phillips SM.Consumption of fat-free fluid milk after resistance exercise promotes greater lean mass accretion than does consumption of soy or carbohydrate in young, novice, male weightlifters. Am J Clin Nutr 86: 373–381, 2007.
44. 44.↵
Holm L, Reitelseder S, Pedersen TG, Doessing S, Petersen SG, Flyvbjerg A, Andersen JL, Aagaard P, Kjaer M. Changes in muscle size and MHC composition in response to resistance exercise with heavy and light loading intensity. J Appl Physiol 105: 1454–1461, 2008.
45. 45.↵
Hubal MJ, Gordish-Dressman H, Thompson PD, Price TB, Hoffman EP, Angelopoulos TJ, Gordon PM, Moyna NM, Pescatello LS, Visich PS, Zoeller RF, Seip RL, Clarkson PM. Variability in muscle size and strength gain after unilateral resistance training. Med Sci Sports Exerc 37: 964–972, 2005.
46. 46.↵
Karlsson HK, Nilsson PA, Nilsson J, Chibalin AV, Zierath JR, Blomstrand E. Branched-chain amino acids increase p70S6k phosphorylation in human skeletal muscle after resistance exercise. Am J Physiol Endocrinol Metab 287:E1–E7, 2004.
47. 47.↵
Katsanos CS, Kobayashi H, Sheffield-Moore M, Aarsland A, Wolfe RR. A high proportion of leucine is required for optimal stimulation of the rate of muscle protein synthesis by essential amino acids in the elderly. Am J Physiol Endocrinol Metab 291: E381–E387, 2006.
48. 48.↵
Kim PL, Staron RS, Phillips SM. Fasted-state skeletal muscle protein synthesis after resistance exercise is altered with training. J Physiol 568: 283–290, 2005.
49. 49.↵
Kimball SR, Jefferson LS. Signaling pathways and molecular mechanisms through which branched-chain amino acids mediate translational control of protein synthesis. J Nutr 136: 227S–231S, 2006.
50. 50.↵
Kimball SR, Vary TC, Jefferson LS. Regulation of protein synthesis by insulin. Annu Rev Physiol 56:321–348, 1994.
51. 51.↵
Koopman R, Pennings B, Zorenc AH, van Loon LJ. Protein ingestion further augments S6K1 phosphorylation in skeletal muscle following resistance type exercise in males. J Nutr 137: 1880–1886, 2007.
52. 52.↵
Koopman R, Saris WH, Wagenmakers AJ, van Loon LJ. Nutral interventions to promote post-exercise muscle protein synthesis. Sports Med (Auckland, NZ) 37: 895–906, 2007.
53. 53.↵
Koopman R, Verdijk L, Manders RJ, Gijsen AP, Gorselink M, Pijpers E, Wagenmakers AJ, van Loon LJ. Co-ingestion of protein and leucine stimulates muscle protein synthesis rates to the same extent in young and elderly lean men.Am J Clin Nutr 84: 623–632, 2006.
54. 54.↵
Koopman R, Verdijk LB, Beelen M, Gorselink M, Kruseman AN, Wagenmakers AJ, Kuipers H, van Loon LJ. Co-ingestion of leucine with protein does not further augment postexercise muscle protein synthesis rates in elderly men. Br J Nutr 94: 1–10, 2008.
55. 55.↵
Koopman R, Verdijk LB, Beelen M, Gorselink M, Kruseman AN, Wagenmakers AJ, Kuipers H, van Loon LJ. Co-ingestion of leucine with protein does not further augment post-exercise muscle protein synthesis rates in elderly men. Br J Nutr 99: 571–580, 2008.
56. 56.↵
Koopman R, Zorenc AH, Gransier RJ, Cameron-Smith D, van Loon LJ. Increase in S6K1 phosphorylation in human skeletal muscle following resistance exercise occurs mainly in type II muscle fibers.Am J Physiol Endocrinol Metab 290: E1245–E1252, 2006.
57. 57.↵
Kosek DJ, Kim JS, Petrella JK, Cross JM, Bamman MM. Efficacy of 3 days/wk resistance training on myofiber hypertrophy and myogenic mechanisms in young vs. older adults. J Appl Physiol 101: 531–544,2006.
58. 58.↵
Kraemer WJ, Ratamess NA. Fundamentals of resistance training: progression and exercise prescription.Med Sci Sports Exerc 36: 674–688, 2004.
59. 60.↵
Kumar V, Selby A, Rankin D, Patel R, Atherton P, Hildebrandt W, Williams J, Smith K, Seynnes O, Hiscock N, Rennie MJ. Age-related differences in dose response of muscle protein synthesis to resistance exercise in young and old men. J Physiol 587: 211–217, 2008.
60. 61.↵
Lamont LS, McCullough AJ, Kalhan SC. Gender differences in leucine, but not lysine, kinetics. J Appl Physiol 91:357–362, 2001.
61. 62.↵
Lamont LS, McCullough AJ, Kalhan SC. Gender differences in the regulation of amino acid metabolism. J Appl Physiol 95: 1259–1265, 2003.
62. 63.↵
Lecker SH, Solomon V, Mitch WE, Goldberg AL. Muscle protein breakdown and the critical role of the ubiquitin-proteasome pathway in normal and disease states. J Nutr 129: 227S–237S, 1999.
63. 64.↵
Liu Z, Jahn LA, Long W, Fryburg DA, Wei L, Barrett EJ. Branched chain amino acids activate messenger ribonucleic acid translation regulatory proteins in human skeletal muscle, and glucocorticoids blunt this action. J Clin Endocrinol Metab 86: 2136–2143, 2001.
64. 65.↵
Liu Z, Jahn LA, Wei L, Long W, Barrett EJ. Amino acids stimulate translation initiation and protein synthesis through an Akt-independent pathway in human skeletal muscle. J Clin Endocrinol Metab 87: 5553–5558, 2002.
65. 66.↵
Ma K, Mallidis C, Bhasin S, Mahabadi V, Artaza J, Gonzalez-Cadavid N, Arias J, Salehian B.Glucocorticoid-induced skeletal muscle atrophy is associated with upregulation of myostatin gene expression.Am J Physiol Endocrinol Metab 285: E363–E371, 2003.
66. 67.↵
MacDougall JD, Gibala MJ, Tarnopolsky MA, MacDonald JR, Interisano SA, Yarasheski KE. The time course for elevated muscle protein synthesis following heavy resistance exercise. Can J Appl Physiol 20:480–486, 1995.
67. 68.↵
MacDougall JD, Tarnopolsky MA, Chesley A, Atkinson SA. Changes in muscle protein synthesis following heavy resistance exercise in humans: a pilot study. Acta Physiol Scand 146: 403–404, 1992.
68. 69.↵
Mascher H, Andersson H, Nilsson PA, Ekblom B, Blomstrand E. Changes in signaling pathways regulating protein synthesis in human muscle in the recovery period after endurance exercise. Acta Physiol (Oxford, England) 191:67–75, 2007.
69. 70.↵
Miller BF, Hansen M, Olesen JL, Flyvbjerg A, Schwarz P, Babraj JA, Smith K, Rennie MJ, Kjaer M. No effect of menstrual cycle on myofibrillar and connective tissue protein synthesis in contracting skeletal muscle. Am J Physiol Endocrinol Metab 290: E163–E168, 2006.
70. 71.↵
Miller BF, Hansen M, Olesen JL, Schwarz P, Babraj JA, Smith K, Rennie MJ, Kjaer M. Tendon collagen synthesis at rest and after exercise in women. J Appl Physiol 102: 541–546, 2007.
71. 72.↵
Miller BF, Olesen JL, Hansen M, Dossing S, Crameri RM, Welling RJ, Langberg H, Flyvbjerg A, Kjaer M, Babraj JA, Smith K, Rennie MJ. Coordinated collagen and muscle protein synthesis in human patella tendon and quadriceps muscle after exercise. J Physiol 567: 1021–1033, 2005.
72. 73.↵
Miller SL, Tipton KD, Chinkes DL, Wolf SE, Wolfe RR. Independent and combined effects of amino acids and glucose after resistance exercise. Med Sci Sports Exerc 35: 449–455, 2003.
73. 74.↵
Mittendorfer B, Andersen JL, Plomgaard P, Saltin B, Babraj JA, Smith K, Rennie MJ. Protein synthesis rates in human muscles: neither anatomical location nor fibre-type composition are major determinants. J Physiol 563:203–211, 2005.
74. 75.↵
Moore DR, Phillips SM, Babraj JA, Smith K, Rennie MJ. Myofibrillar and collagen protein synthesis in human skeletal muscle in young men after maximal shortening and lengthening contractions. Am J Physiol Endocrinol Metab 288:E1153–E1159, 2005.
75. 76.↵
Moore DR, Robinson MJ, Fry JL, Tang JE, Glover EI, Wilkinson SB, Prior T, Tarnopolsky MA, Phillips SM. Ingested protein dose-response of muscle and alumin protein synthesis after resistance exercise in young men. Am J Clinical Nutr in press.
76. 77.↵
Moritani T, Sherman WM, Shibata M, Matsumoto T, Shinohara M. Oxygen availability and motor unit activity in humans. Eur J Appl Physiol 64: 552–556, 1992.
77. 78.↵
Nobukuni T, Joaquin M, Roccio M, Dann SG, Kim SY, Gulati P, Byfield MP, Backer JM, Natt F, Bos JL, Zwartkruis FJ, Thomas G. Amino acids mediate mTOR/raptor signaling through activation of class 3 phosphatidylinositol 3OH-kinase. Proceedings of the Natl Acad Sci USA 102: 14238–14243, 2005.
78. 79.↵
Paddon-Jones D, Sheffield-Moore M, Zhang XJ, Volpi E, Wolf SE, Aarsland A, Ferrando AA, Wolfe RR. Amino acid ingestion improves muscle protein synthesis in the young and elderly. Am J Physiol Endocrinol Metab 286: E321–E328, 2004.
79. 80.↵
Parkington JD, LeBrasseur NK, Siebert AP, Fielding RA. Contraction-mediated mTOR, p70S6k, and ERK1/2 phosphorylation in aged skeletal muscle. J Appl Physiol 97: 243–248, 2004.
80. 81.↵
Phillips SM. Dietary protein for athletes: from requirements to metabolic advantage. Appl Physiol Nutr Metab 31:647–654, 2006.
81. 82.↵
Phillips SM. Insulin and muscle protein turnover in humans: stimulatory, permissive, inhibitory, or all of the above?Am J Physiol Endocrinol Metab 295: E731, 2008.
82. 83.↵
Phillips SM, Atkinson SA, Tarnopolsky MA, MacDougall JD. Gender differences in leucine kinetics and nitrogen balance in endurance athletes. J Appl Physiol 75: 2134–2141, 1993.
83. 84.↵
Phillips SM, Hartman JW, Wilkinson SB. Dietary protein to support anabolism with resistance exercise in young men. J Am Coll Nutr 24: 134S–139S, 2005.
84. 85.↵
Phillips SM, Parise G, Roy BD, Tipton KD, Wolfe RR, Tarnopolsky MA. Resistance training-induced adaptations in skeletal muscle protein turnover in the fed state. Can J Physiol Pharmacol 80: 1045–1053,2002.
85. 86.↵
Phillips SM, Tipton KD, Aarsland A, Wolf SE, Wolfe RR. Mixed muscle protein synthesis and breakdown after resistance exercise in humans. Am J Physiol Endocrinol Metab 273: E99–E107, 1997.
86. 87.↵
Phillips SM, Tipton KD, Ferrando AA, Wolfe RR. Resistance training reduces the acute exercise-induced increase in muscle protein turnover. Am J Physiol Endocrinol Metab 276: E118–E124, 1999.
87. 88.↵
Pikosky MA, Gaine PC, Martin WF, Grabarz KC, Ferrando AA, Wolfe RR, Rodriguez NR. Aerobic exercise training increases skeletal muscle protein turnover in healthy adults at rest. J Nutr 136: 379–383,2006.
88. 89.↵
Pilegaard H, Saltin B, Neufer PD. Effect of short-term fasting and refeeding on transcriptional regulation of metabolic genes in human skeletal muscle. Diabetes 52: 657–662, 2003.
89. 90.↵
Proud CG. Signalling to translation: how signal transduction pathways control the protein synthetic machinery.Biochem J 403: 217–234, 2007.
90. 91.↵
Rasmussen BB, Phillips SM. Contractile and nutral regulation of human muscle growth. Exerc Sport Sci Rev 31:127–131, 2003.
91. 92.↵
Rasmussen BB, Tipton KD, Miller SL, Wolf SE, Wolfe RR. An oral essential amino acid-carbohydrate supplement enhances muscle protein anabolism after resistance exercise. J Appl Physiol 88: 386–392, 2000.
92. 93.↵
Rennie MJ. Control of muscle protein synthesis as a result of contractile activity and amino acid availability: implications for protein requirements. Int J Sport Nutr Exerc Metab 11, Suppl: S170–S176, 2001.
93. 94.↵
Rennie MJ, Wackerhage H, Spangenburg EE, Booth FW. Control of the size of the human muscle mass. Annu Rev Physiol 66: 799–828, 2004.
94. 95.↵
Roberts RG, Redfern CP, Goodship TH. Effect of insulin upon protein degradation in cultured human myocytes. Eur J Clinical Invest 33: 861–867, 2003.
95. 96.↵
Roepstorff C, Donsmark M, Thiele M, Vistisen B, Stewart G, Vissing K, Schjerling P, Hardie DG, Galbo H, Kiens B. Sex differences in hormone-sensitive lipase expression, activity, and phosphorylation in skeletal muscle at rest and during exercise. Am J Physiol Endocrinol Metab 291: E1106–E1114, 2006.
96. 97.↵
Sheffield-Moore M, Yeckel CW, Volpi E, Wolf SE, Morio B, Chinkes DL, Paddon-Jones D, Wolfe RR. Postexercise protein metabolism in older and younger men following moderate-intensity aerobic exercise.Am J Physiol Endocrinol Metab 287: E513–E522, 2004.
97. 98.↵
Short KR, Vittone JL, Bigelow ML, Proctor DN, Nair KS. Age and aerobic exercise training effects on whole body and muscle protein metabolism. Am J Physiol Endocrinol Metab 286: E92–E101, 2004.
98. 99.↵
Skilton MR, Lai NT, Griffiths KA, Molyneaux LM, Yue DK, Sullivan DR, Celermajer DS. Meal-related increases in vascular reactivity are impaired in older and diabetic adults: insights into roles of aging and insulin in vascular flow.Am J Physiol Heart Circ Physiol 288: H1404–H1410, 2005.
99. 100.↵
Smith G, Villareal DT, Sinacore D, Shah K, Mittendorfer B. The anabolic response to exercise training is greater in older men than older women. In: 2008 APS Conference. The Integrative Biology of Exercise-V. September 24–27,2008, Hilton Head, South Carolina. Section: Gender differences. Abstract no. 17.2, p. 42.
100. 101.↵
Smith GI, Atherton P, Villareal DT, Frimel TN, Rankin D, Rennie MJ, Mittendorfer B. Differences in muscle protein synthesis and anabolic signaling in the postabsorptive state and in response to food in 65–80 year old men and women. PLoS ONE 3: e1875, 2008.
101. 102.↵
Smith K, Reynolds N, Downie S, Patel A, Rennie MJ. Effects of flooding amino acids on incorporation of labeled amino acids into human muscle protein. Am J Physiol Endocrinol Metab 275: E73–E78, 1998.
102. 103.↵
Staron RS, Malicky ES, Leonardi MJ, Falkel JE, Hagerman FC, Dudley GA. Muscle hypertrophy and fast fiber type conversions in heavy resistance-trained women. Eur J Appl Physiol 60: 71–79, 1990.
103. 104.↵
Symons TB, Schutzler SE, Cocke TL, Chinkes DL, Wolfe RR, Paddon-Jones D Aging does not impair the anabolic response to a protein-rich meal. Am J Clin Nutr 86: 451–456, 2007.
104. 105.↵
Takarada Y, Sato Y, Ishii N. Effects of resistance exercise combined with vascular occlusion on muscle function in athletes. Eur J Appl Physiol 86: 308–314, 2002.
105. 106.↵
Takarada Y, Takazawa H, Sato Y, Takebayashi S, Tanaka Y, Ishii N. Effects of resistance exercise combined with moderate vascular occlusion on muscular function in humans. J Appl Physiol 88: 2097–2106,2000.
106. 107.↵
Tang JE, Perco JG, Moore DR, Wilkinson SB, Phillips SM. Resistance training alters the response of fed state mixed muscle protein synthesis in young men. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol 294:R172–R178, 2008.
107. 108.↵
Tarnopolsky MA. Sex differences in exercise metabolism and the role of 17-beta estradiol. Med Sci Sports Exerc 40: 648–654, 2008.
108. 109.↵
Tipton KD, Elliott TA, Cree MG, Aarsland AA, Sanford AP, Wolfe RR. Stimulation of net muscle protein synthesis by whey protein ingestion before and after exercise. Am J Physiol Endocrinol Metab 292:E71–E76, 2007.
109. 110.↵
Tipton KD, Elliott TA, Cree MG, Wolf SE, Sanford AP, Wolfe RR. Ingestion of casein and whey proteins result in muscle anabolism after resistance exercise. Med Sci Sports Exerc 36: 2073–2081, 2004.
110. 111.↵
Tipton KD, Ferrando AA, Phillips SM, Doyle D Jr, Wolfe RR. Postexercise net protein synthesis in human muscle from orally administered amino acids. Am J Physiol Endocrinol Metab 276: E628–E634, 1999.
111. 112.↵
Tipton KD, Ferrando AA, Williams BD, Wolfe RR. Muscle protein metabolism in female swimmers after a combination of resistance and endurance exercise. J Appl Physiol 81: 2034–2038, 1996.
112. 113.↵
Tipton KD, Gurkin BE, Matin S, Wolfe RR. Nonessential amino acids are not necessary to stimulate net muscle protein synthesis in healthy volunteers. J Nutr Biochem 10: 89–95, 1999.
113. 114.↵
Tipton KD, Rasmussen BB, Miller SL, Wolf SE, Owens-Stovall SK, Petrini BE, Wolfe RR. Timing of amino acid-carbohydrate ingestion alters anabolic response of muscle to resistance exercise. Am J Physiol Endocrinol Metab 281: E197–E206, 2001.
114. 115.↵
Trappe TA, Raue U, Tesch PA. Human soleus muscle protein synthesis following resistance exercise.Acta Physiol Scand 182: 189–196, 2004.
115. 116.↵
Ventadour S, Attaix D. Mechanisms of skeletal muscle atrophy. Curr Opin Rheumatol 18: 631–635,2006.
116. 117.↵
Vincent MA, Clerk LH, Lindner JR, Price WJ, Jahn LA, Leong-Poi H, Barrett EJ. Mixed meal and light exercise each recruit muscle capillaries in healthy humans. Am J Physiol Endocrinol Metab 290: E1191–E1197, 2006.
117. 118.↵
Volpi E, Mittendorfer B, Rasmussen BB, Wolfe RR. The response of muscle protein anabolism to combined hyperaminoacidemia and glucose-induced hyperinsulinemia is impaired in the elderly. J Clin Endocrinol Metab 85:4481–4490, 2000.
118. 119.↵
Wackerhage H, Ratkevicius A. Signal transduction pathways that regulate muscle growth. Essays biochem 44: 99–108, 2008.
119. 120.↵
Wang N, Hikida RS, Staron RS, Simoneau JA. Muscle fiber types of women after resistance training–quantitative ultrastructure and enzyme activity. Pflügers Arch 424: 494–502, 1993.
120. 121.↵
Welle S, Bhatt K, Thornton CA. Stimulation of myofibrillar synthesis by exercise is mediated by more efficient translation of mRNA. J Appl Physiol 86: 1220–1225, 1999.
121. 122.↵
Westh E, Kongsgaard M, Bojsen-Moller J, Aagaard P, Hansen M, Kjaer M, Magnusson SP. Effect of habitual exercise on the structural and mechanical properties of human tendon, in vivo, in men and women. Scand J Med Sci Sports 18: 23–30, 2008.
122. 123.↵
Wilkinson SB, Phillips SM, Atherton PJ, Patel R, Yarasheski KE, Tarnopolsky MA, Rennie MJ.Differential effects of resistance and endurance exercise in the fed state on signalling molecule phosphorylation and protein synthesis in human muscle. J Physiol 586: 3701–3717, 2008.
123. 124.↵
Wilkinson SB, Tarnopolsky MA, MacDonald MJ, Macdonald JR, Armstrong D, Phillips SM.Consumption of fluid skim milk promotes greater muscle protein accretion following resistance exercise than an isonitrogenous and isoenergetic soy protein beverage. Am J Clin Nutr 85: 1031–1040, 2007.
124. 125.↵
Williamson D, Gallagher P, Harber M, Hollon C, Trappe S. Mitogen-activated protein kinase (MAPK) pathway activation: effects of age and acute exercise on human skeletal muscle. J Physiol 547: 977–987,2003.
125. 126.↵
Zhang SJ, Truskey G, Kraus WE. Effect of cyclic stretch on β1D integrin expression and activation of FAK and RhoA.Am J Physiol Cell Physiol 292: C2057–C2069, 2007.
