Глюконеогенез

  

Глюконеогене́з — метаболический путь, приводящий к образованию глюкозы из неуглеводных соединений (в частности, пирувата). Наряду с гликогенолизом, этот путь поддерживает в крови уровень глюкозы, необходимый для работы многих тканей и органов, в первую очередь, нервной ткани и эритроцитов. Он служит важным источником глюкозы в условиях недостаточного количества гликогена, например, после длительного голодания или тяжёлой физической работы^[1][2]. Глюконеогенез является обязательной частью цикла Кори, кроме того, этот процесс может быть использован для превращения пирувата, образованного при дезаминировании аминокислот аланина и серина^[3].

Суммарное уравнение глюконеогенеза выглядит следующим образом:

2 Пируват + 4ATP + 2GTP + 2NADH + 2H⁺ + 4H₂O → глюкоза + 4ADP + 2GDP + 6Pi + 2NAD^+[4].

Глюконеогенез протекает в основном в печени, но менее интенсивно он протекает также в корковом веществе почек^[en] и слизистой кишечника^[2].

Глюконеогенез и гликолиз регулируются реципрокно: если клетка снабжена энергией в достаточной степени, то гликолиз приостанавливается, и запускается глюконеогенез; напротив, при активизации гликолиза происходит приостановление глюконеогенеза^[5].

Общий обзор 

Внешние изображения
	Гликолиз и глюконеогенез

Глюконеогенез происходит у животных, растений, грибов и микроорганизмов. Его реакции одинаковы для всех тканей и биологических видов. Важными предшественниками глюкозы у животных выступают трёхуглеродные соединения, такие как лактат, пируват, глицерол, а также некоторые аминокислоты. У млекопитающихглюконеогенез происходит главным образом в печени, в меньшей степени — в корковом слое почек и эпителиальных клетках, выстилающих тонкую кишку. Образованная в ходе глюконеогенеза глюкоза уходит в кровь, откуда доставляется к другим тканям. После интенсивной физической работы лактат, образовавшийся при анаэробном гликолизе в скелетных мышцах, возвращается в печень и превращается там в глюкозу, которая снова поступает в мышцы или превращается в гликоген (этот круговорот известен как цикл Кори). У проростков растений запасённые в семени жиры и белки превращаются, в том числе и через глюконеогенез, в дисахарид сахарозу, который транспортируется по всему развивающемуся растению. Глюкоза и её производные служат предшественниками для синтеза растительной клеточной стенки, нуклеотидов, коферментов и многих других жизненно важных метаболитов. У многих микроорганизмов глюконеогенез начинается с простых органических соединений, содержащих два или три атома углерода, например, ацетата, лактата и пропионата, которые содержатся в питательной среде^[1].

Хотя реакции глюконеогенеза одинаковы у всех организмов, соседние метаболические пути и регуляторные пути глюконеогенеза отличаются у различных видов и в различных тканях^[1]. В этой статье рассмотрены особенности глюконеогенеза млекопитающих; о механизмах синтеза глюкозы растениями из первичных продуктов фотосинтеза см. Фотосинтез.

Глюконеогенез и гликолиз не являются полностью идентичными процессами, протекающими в противоположных направлениях, хотя несколько стадий являются общими для обоих процессов: 7 из 10 ферментативных реакций глюконеогенеза обратны соответствующим реакциям гликолиза. Однако 3 реакции гликолиза необратимы in vivo и не могут использоваться в глюконеогенезе: образование глюкозо-6-фосфата из глюкозы под действием ферментагексокиназы, фосфорилирование фруктозо-6-фосфата^[en] до фруктозо-1,6-бифосфата фосфофруктокиназой-1^[en] (PFK-1), а также превращение фосфоенолпирувата в пируват под действием пируваткиназы^[en]. В клеточных условиях эти реакциии имеют большое отрицательное изменение энергии Гиббса, в то время как другие реакции гликолиза имеют ΔG около 0. При глюконеогенезе три необратимые стадии гликолиза заменены «обходными» реакциями, катализируемыми другими ферментами, и эти реакции также очень экзергоничны^[en] и потому необратимы. Таким образом, в клетках как гликолиз, так и глюконеогенез являются необратимыми процессами. У животных гликолиз происходит только в цитозоле, как и большая часть реакций глюконеогенеза, хотя некоторые его реакции происходят в митохондриях и эндоплазматическом ретикулуме^[6]. Это даёт возможность для их координированной и взаимно обратной регуляции. Регуляторные механизмы, различающиеся у гликолиза и глюконеогенеза, действуют на ферментативные реакции, уникальные для каждого процесса^[1].

Ниже представлена схема реакций глюконеогенеза:

Стадии 

Ниже рассмотрены 3 стадии глюконеогенеза, отличные от реакций гликолиза, проведённых в обратном направлении.

Образование фосфоенолпирувата из пирувата 

Предполагаемый механизм работы пируваткарбоксилазы: А — ATP-зависимое карбоксилирование биотина; В — транскарбоксилирование пирувата. Кофактор биотин ковалентно связан с пируваткарбоксилазой через пептидную связь с ε-аминогруппой остатка лизина, образуя биотинил-фермент. Пируваткарбоксилазная реакция протекает в две стадии, которые происходят в различных активных центрахфермента. В активном центре 1 бикарбонат-ион превращается в СО₂ с затратой АТР. После этого СО₂ взаимодействует с биотином с образованием карбоксибиотинил-фермента. Биотинил-лизин представляет собой длинную «руку», на конце которой связан СО₂. Эта «рука», раскачиваясь, переносит СО₂ в активный центр 2 на поверхности фермента, где СО₂ высвобождается и реагирует с пируватом, при этом образуется пируват и освобождается биотинил-фермент^[7].

Первой реакцией глюконеогенеза является превращение пирувата в фосфоенолпируват (ФЕП). Эта реакция не может быть обратной пируваткиназной реакции гликолиза, поскольку пируваткиназная реакция имеет большое отрицательное изменение энергии Гиббса и потому необратима в клеточных условиях. Вместо этого фосфорилирование пирувата осуществляется «окольным путём», для реакций которого у эукариот необходимы и цитозольные, и митохондриальные ферменты^[8].

Вначале пируват переносится из цитозоля в митохондрии или образуется в митохондриях из аланина путём трансаминирования, при котором α-аминогруппа переносится с аланина на α-кетокарбоновую кислоту. После этого митохондриальный фермент пируваткарбоксилаза^[en], для активности которой необходим кофермент биотин, превращает пируват в оксалоацетат:

Пируват + НСО₃^- + ATP → оксалоацетат + ADP + Pi^[9].

В этой реакции карбоксилирования участвует биотин как переносчик активированного бикарбоната. HCO₃^- фосфорилируется с затратой ATP с образованием смешанного ангидрида(карбоксифосфата). После этого на место фосфата в карбоксифосфате присоединяется биотин. Справа показан механизм этой реакции^[7].

Пируваткарбоксилаза является первым регулируемым ферментом глюконеогенеза, её позитивным эффектором служит ацетил-СоА (ацетил-СоА образуется при β-окислении^[en]жирных кислот, и его накопление сигнализирует о доступности жирных кислот как энергетического ресурса). Кроме того, пируваткарбоксилазная реакция поставляет промежутоные соединения в другой центральный метаболический путь — цикл трикарбоновых кислот^[7].

Так как в митохондриальной мембране отсутствуют белки-переносчики оксалоацетата, до экспорта в цитозоль образовавшийся при пируваткарбоксилазной реакции оксалоацетат должен быть обратимо восстановлен в малат митохондриальным ферментом малатдегидрогеназой с затратой NADH:

Оксалоацетат + NADH + H⁺ ⇌ L-малат + NAD⁺.

Стандартное изменение энергии Гиббса для этой реакции довольно велико, однако при физиологических условиях (среди которых и очень низкая концентрация оксалоацетата) её ΔG ≈ 0, поэтому эта реакция обратима. Митохондриальная малатдегидрогеназа участвует и в глюконеогенезе, и в цикле трикарбоновых кислот, осуществляя и прямую, и обратную реакции^[10]. Оксалоацетат может также переноситься из митохондрии в цитозоль после трансаминирования в аспартат^[6].

Малат покидает митохондрию через специальный белок-транспортер на внутренней митохондриальной мембране^[en], и в цитозоле он вновь окисляется до оксалоацетата с образованием цитозольного NADH:

Малат + NAD⁺ → оксалоацетат + NADH + H^+[10].

После этого оксалоацетат превращается в фосфоенолпируват под действием фосфоенолпируваткарбоксикиназы^[en]. В этой Mg²⁺-зависимой реакции донором фосфорильной группы выступает GTP:

Оксалоацетат + GTP ↔ Фосфоенолпируват + СО² + GDP.

В клеточных условиях эта реакция обратима; образование фосфоенопирувата компенсируется гидролизом другого высокоэнергетичного фосфатсодержащего соединения — GTP^[10].

Общее уравнение для двух первых «обходных» реакций гидролиза выглядит следующим образом:

Пируват + ATP + GTP + HCO₃^- → Фосфоенолпируват + ADP + GDP + Pi + CO₂; ΔG'^o = 0,9 кДж/моль.

Два высокоэнергетичных фосфатных эквивалента (один от ATP и другой GTP), каждый из которых может дать 50 кДж/моль в клеточных условиях, затрачиваются для фосфорилирования одной молекулы пирувата с образованием фосфоенолпирувата. Однако в соответствующей реакции гликолиза (при образовании пирувата из ФЕП) образуется лишь одна молекула ATP из ADP. Хотя стандартное изменение энергии Гиббса ΔG'^o в двухшаговом превращении пирувата в фосфоенолпируват равно 0,9 кДж/моль, реальное изменение энергии Гиббса (ΔG), посчитанное с учётом внутриклеточных концентраций соединений, имеет большое отрицательное значение (—25 кДж/моль). Причиной этого является быстрое использование фосфоенолпирувата в других реакциях, так что его концентрация остаётся относительно низкой. По этой причине образование ФЕП из пирувата под действием глюконеогенетических ферментов в клеточных условиях необратимо^[10].

Стоит отметить, что тот же СО₂, который присоединяется к пирувату в ходе пируваткарбоксилазной реакции, выделяется при фосфоенолпируваткарбоксикиназной реакции. Такое карбоксилирование-декарбоксилирование является путём «активации» пирувата, то есть декарбоксилирование оксалоацетата способствует образованию фосфоенолпирувата^[10].

Отношение [NADH]/[NAD⁺] в цитозоле равно 8 × 10⁴, что примерно в 10⁵ раз меньше, чем в митохондриях. Поскольку цитозольный NADH используется в глюконеогенезе (при образовании глицеральдегид-3-фосфата из 1,3-бифосфоглицерата), биосинтез глюкозы не может происходить, если нет доступного NADH. Транспорт малата из митохондрии в цитозоль и превращение его в оксалоацетат в цитозоле эффективно переносит восстановительные эквиваленты в цитозоль, где их недостаточно. Таким образом, такой путь от пирувата к ФЕП обеспечивает важный баланс между потребляемым и образуемым в цитозоле NADH в ходе глюконеогенеза^[10].

Выше отмечалось, что, кроме пирувата, предшественником для глюконеогенеза также может выступать лактат. Этот путь обеспечивает использование лактата, образовавшегося, например, при гликолизе в эритроцитах или в мышцах при анаэробных условиях. Особенно этот путь важен для крупных позвоночных после тяжёлой физической работы. Преобразование лактата в пируват в цитозоле гепатоцитов приводит к образованию NADH, поэтому в экспорте восстановительных эквивалентов (например, малата) из митохондрий здесь нет нужды. После того как пируват, образовавшийся в лактатдегидрогеназной реакции, транспортируется в митохондрии, он превращается в оксалоацетат под действием пируваткарбоксилазы, как писалось выше. Этот оксалоацетат, однако, превращается непосредственно в фосфоенолпируват митохондриальным изоферментомфосфоенолпируваткарбоксикиназой, а ФЕП выводится из митохондрий в цитозоль, где осуществляются дальнейшие реакции глюконеогенеза^[11].

У растений и некоторых бактерий было обнаружено два фермента, способных образовывать ФЕП непосредственно из пируватата. К их числу относится фосфоенолпируватсинтаза^[en] бактерии Escherichia coli. При работе этого фермента его остаток гистидина связывает пирофосфатную группу, взятую от ATP. Далее пирофосфатная группа гидролизуется с выделением фосфата и образованием соединения фермент-His-P. Последний взаимодействует с пируватом, образуя ФЕП. Похожий механизм присущ пируват-фосфатдикиназе^[en], которая впервые было описана у тропических злаков и играет важную роль в С₄-фотосинтезе^[en], а также задействована в глюконеогенезе у Acetobacter. Отличие этого фермента от фосфоенолпируватсинтазы заключается лишь в том, что атакующей частицей является не вода, а неорганический фосфат^[12].

Образование фруктозо-6-фосфата из фруктозо-1,6-бифосфата 

Второй реакцией гликолиза, которая не может дублироваться обратной реакцией в глюконеогенезе, является фосфорилирование фруктозо-6-фосфата фосфофруктокиназой-1. Так как эта реакция высоко экзергонична и поэтому необратима в клеточных условиях, образование фруктозо-6-фосфата из фруктозо-1,6-бифосфата катализируется другим ферментом — Mg²⁺-зависимой фруктозо-1,6-бифосфатазой-1^[en] (FBPаза-1), которая катализирует необратимый гидролиз фосфата при первом атоме углерода (а не перенос фосфорильной группы на ADP):

Фруктозо-1,6-бифосфат + Н₂О → фруктозо-6-фосфат + Pi, ΔG'^o = −16,3 кДж/моль^[4].

Кроме фруктозо-1,6-бифосфатазы-1 существует фруктозо-1,6-бифосфатаза-2, выполняющая регуляторные функции^[4].

Образование глюкозы из глюкоз-6-фосфата 

Третья «обходная» реакция является последней реакцией глюконеогенеза: дефосфорилирование глюкозо-6-фосфата с образованием глюкозы. Если бы гексокиназа осуществляла эту обратную реакцию, то ей бы сопутствовал перенос фосфорильной группы с глюкозо-6-фосфата на ADP с образованием ATP, что энергетически невыгодно. Реакция, катализируемая глюкозо-6-фосфатазой, не включает синтеза ATP и представляет собой простой гидролиз фосфатного эфира:

Глюкозо-6-фосфат + Н₂ → глюкоза + Pi, ΔG'^o = −13,8 кДж/моль^[4].

Этот Mg²⁺-зависимый фермент встречается на люменальной стороне эндоплазматического ретикулума гепатоцитов, в клетках почек и эпителиальных клетках тонкой кишки, однако в других тканях его нет, поэтому остальные ткани неспособны поставлять глюкозу в кровь. Если бы в них была глюкозо-6-фосфатаза, то она бы гидролизовала глюкозо-6-фосфат, который необходим этим тканям для гликолиза. Глюкоза, образовавшаяся в ходе глюконеогенеза в печени и почках или поглощённая с пищей разносится по кровотоку к этим тканям, в числе которых — мозг и мышцы^[4].

Энергетика 

Суммарное уравнение биосинтетическиз реакций глюконеогенеза, приводящих к образованию глюкозы из пирувата, выглядит так:

2 Пируват + 4ATP + 2GTP + 2NADH + 2H⁺ + 4H₂O → глюкоза + 4ADP + 2GDP + 6Pi + 2NAD⁺.

На каждую молекулу глюкозы, образовавшуюся из пирувата, необходимо 6 высокоэнергетичных фосфатных групп, 4 из которых берутся от ATP и 2 — от GTP. Кроме того, для восстановления двух молекул 1,3-бифосфоглицерата необходимы 2 молекулы NADH. В то же время для гликолиза нужны лишь 2 молекулы ATP. По этой причине синтез глюкозы из пирувата является затратным процессом. Большая часть затрачиваемой энергии обеспечивает необратимость глюконеогенеза. В клеточных условиях суммарное изменение энергии Гиббса при гликолизе составляет −63 кДж/моль, а при глюконеогенезе — −16 кДж/моль. Таким образом, в клеточных условиях и гликолиз, и глюконеогенез необратимы^[13].

Другие предшественники глюкозы 

Описанный выше биосинтетический путь образования глюкозы относится к синтезу глюкозы не только из пирувата, но также 4-, 5- и 6-углеродных промежуточных соединений цикла трикарбоновых кислот. Цитрат, изоцитрат^[en], α-кетоглутарат, сукцинил-СоА^[en], сукцинат, фумарат и малат — все промежуточные продукты цикла трикарбоновых кислот могут окисляться до оксалоацетата. Некоторые или все атомы углерода большей части аминокислот могут быть катаболизированы в пируват или промежуточные соединения цикла трикарбоновых кислот. Поэтому эти аминокислоты могут подвергнуться превращению в глюкозу и называются глюкогенными^[en]. Аланин и глутамин — важнейшие молекулы, переносящие аминогруппы в печень из других тканей — служат особенно важными глюкогенными аминокислотами у млекопитающих. После того, как эти аминокислоты отдают свои аминогруппы в митохондриях печени, их углеродные скелеты (пируват и α-кетоглутарат соответственно) вовлекаются в глюконеогенез^[14]. Аминокислоты образуются при распаде белков мышц и соединительной ткани, их включение в глюконеогенез происходит при продолжительном голодании или длительной физической нагрузке^[2].

У растений, дрожжей и многих бактерий имеется путь, позволяющий получать углеводы из жирных кислот — глиоксилатный цикл. У животных ключевых ферментов этого цикла нет, и, ввиду необратимости пируватдегидрогеназной реакции, они не могут получать пируват из ацетил-СоА, а значит, образовывать углеводы из жирных кислот (следовательно, и из липидов). Тем не менее, они могут использовать для глюконеогенеза те небольшие количества глицерола, который образуется при распаде жиров. При этом глицерол фосфорилируется глицеролкиназой^[en], далее следует окисление центрального атома углерода с образованием дигидроксиацетонфосфата^[en], который является промежуточным соединением глюконеогенеза^[14].

Глицеролфосфат является необходимым промежуточным соединением при синтезе жиров (триглицеридов) в адипоцитах, однако эти клетки лишены глицеролкиназы и поэтому не могут осуществлять фосфорилирование глицерола. Вместо этого адипоциты могут осуществлять сокращённый вариант глюконеогенеза, известный как глицеронеогенез: преобразование пирувата в дигидроксиацетонфосфат через первые реакции глюконеогенеза, вслед за которым следует восстановление дигидроксиацетонфосфата до глицеролфосфата^[14].

Регуляция 

Если бы гликолиз и глюконеогенез протекали бы одновременно и на большой скорости, то результатом стали бы расход ATP и образование тепла. Например, фосфофруктокиназа-1 и фруктозо-1,6-бифосфатаза-1 катализируют противоположные реакции:

ATP + фруктозо-6-фосфат → ADP + фруктозо-1,6-бифосфат (PFK-1)

Фруктозо-1,6-бифосфат + H₂O → фруктозо-6-фосфат + Pi (FBPаза-1).

Суммой этих двух реакций является

ATP + H₂O → ADP + Pi + теплота.

Эти две ферментативные реакции, как и ряд других реакций этих двух путей, регулируются аллостерически^[en] и ковалентных модификаций. Гликолиз и глюконеогенез регулируются реципрокно, то есть если поток глюкозы, проходящей через гликолиз, растёт, то поток пирувата, проходящего через глюконеогенез, спадает, и наоборот^[5]. Например, FBPаза-1 строго подавляется аллостерическим связыванием AMP, так что когда клеточные запасы ATP невелики, а уровень AMP высок, ATP-зависимый синтез глюкозы приостанавливается, а катализирующая соответствующую реакцию гликолиза PFK-1, наоборот, активируется AMP^[15]. Хотя PFK-1 активируется фруктозо-2,6-бифосфатом^[en], на FBPазу-1 это соединение имеет противоположный эффект: он снижает его сродство к субстратам и тем самым замедляет глюконеогенез^[16].

Транскрипционные факторы и глюконеогенез

Механизм работы CREB

Механизм работы FOXO1

На пути преобразования пирувата в глюкозу первой контрольной точкой, на которой определяется дальнейшая судьба пирувата в митохондрии является то, будет ли он превращён в ацетил-СоА пируватдегидрогеназным комплексом с дальнейшим вовлечением в цикл трикарбоновых кислот или же в оксалоацетат под действием пируваткарбоксилазы, чтобы начать глюконеогенез. Когда в качестве источника энергии доступны жирные кислоты, то при их разложении в митохондриях образуется ацетил-СоА, выступающий в качестве сигнала о том, что в дальнейшем окислении глюкозы нет нужды. Ацетил-СоА являются положительным аллостерическим модулятором пируваткарбоксилазы и отрицательным модулятором пируватдегидрогеназного комплекса; его действие опосредуется стимуляцией протеинкиназы, которая инактивирует дегидрогеназу. Когда энергетические потребности клетки удовлетворены, окислительное фосфорилирование замедляется, концентрация NADH по сравнению с NAD⁺ увеличивается, цикл трикарбоновых кислот подавляется, и происходит накопление ацетил-СоА. Повышенная концентрация ацетил-СоА подавляет пируватдегидрогеназный комплекс, тем самым замедляя образование ацетил-СоА из пирувата и стимулируя глюконеогенез через активацию пируваткарбоксилазы, что позволяет превратить излишек пирувата в оксалоацетат (а впоследствии и глюкозу)^[17].

Полученный таким образом оксалоацетат превращается в фосфоенолпируват под действием фосфоенолпируваткарбоксикиназы. У млекопитающих регуляция этого важнейшего фермента глюконеогенеза осуществляется на уровне его синтеза и распада под влиянием режима питания и гормональных сигналов. Так, его промотор имеет более 15 или более регуляторных элементов, распознаваемых по крайней мере 12-ю известных транскрипционных факторов, и, как предполагается, ещё большим числом пока не описанных. Голодание или высокий уровень глюкагона увеличивают транскрипцию этого фермента и стабилизируют его мРНК. Действие глюкагона опосредовано транскрипционным фактором CREB (англ. cyclic AMP response element binding protein), который активирует синтез глюкозо-6-фосфатазы и фосфоенолпируваткарбоксилазы в ответ на вызванное глюкагоном увеличение внутриклеточной концентрации cAMP. Инсулин или высокое содержание глюкозы в крови имеют противоположный эффект. Эти изменения, вызываемые в основном внеклеточными сигналами (питание, гормоны), могут длиться от нескольких минут до нескольких часов^[17]. Инсулин также замедляет экспрессию генов глюкозо-6-фосфатазы и фруктозо-1,6-бифосфатазы. Другим транскрипционным фактором, регулирующим экспрессию генов ферментов глюконеогенеза, является FOXO1 (англ. forkhead box other). Инсулин активирует протеинкиназу В, которая фосфорилирует FOXO1, находящийся в цитозоле. С фосфорилированным FOXO1 связывается убиквитин, и FOXO1 разрушается в протеасоме, однако в отсутствие фосфорилирования или при дефосфорилировании FOXO1 может проникать в ядро, связываться с соответствующим регуляторным элементом на ДНК и запускать транскрипцию геновфосфоенолпируваткарбоксикиназы и глюкозо-6-фосфатазы. Фосфорилированию FOXO1 протеинкиназой В препятствует глюкагон^[18].

Клиническое значение 

При снижении использования лактата в качестве субстрата для глюконеогенеза, которое может вызываться дефектом ферментов глюконеогенеза, концентрация лактата в крови повышается, что приводит к понижению pH крови и развитию лактатацидоза. Стоит отметить, что кратковременный лактатацидоз встречается и у здоровых людей при интенсивной мышечной работе, в этом случае он компенсируется путём гипервентиляции лёгких и ускоренным выведением углекислого газа^[19].

На глюконеогенез существенное влияние оказывает этанол. В результате его катаболизма увеличивается количество NADH, что смещает равновесие в лактатдегидрогеназной реакции в сторону образования лактата, снижению образования пирувата и замедлению глюконеогенеза^[19].

Примечания 

 Nelson, Cox, 2008, p. 552

1. ↑ Перейти к: ^1 2 3 Северин, 2011, с. 284
2. ↑ Metzler, 2003, p. 989
3. ↑ Перейти к: ^{1 2 3 4 5} Nelson, Cox, 2008, p. 556
4. ↑ Перейти к: ^1 2 Nelson, Cox, 2008, p. 557—558
5. ↑ Перейти к: ^1 2 Кольман, Рём, 2012, с. 156
6. ↑ Перейти к: ^1 2 3 Nelson, Cox, 2008, p. 554
7. ↑ Nelson, Cox, 2008, p. 553
8. ↑ Nelson, Cox, 2008, p. 553—554
9. ↑ Перейти к: ^{1 2 3 4 5 6} Nelson, Cox, 2008, p. 555
10. ↑ Nelson, Cox, 2008, p. 555—556
11. ↑ Metzler, 2003, p. 990
12. ↑ Nelson, Cox, 2008, p. 556—557
13. ↑ Перейти к: ^1 2 3 Nelson, Cox, 2008, p. 557
14. ↑ Nelson, Cox, 2008, p. 586
15. ↑ Nelson, Cox, 2008, p. 587—588
16. ↑ Перейти к: ^1 2 Nelson, Cox, 2008, p. 590
17. ↑ Nelson, Cox, 2008, p. 590—592
18. ↑ Перейти к: ^1 2 Северин, 2011, с. 287

Литература 

David E. Metzler. Biochemistry: The Chemical Reactions of Living Cells.. — 2nd edition. — Academic Press, 2003. — Т. 2. — 1973 с. — ISBN 978-0-1249-2541-0.

• David L. Nelson, Michael M. Cox. Lehninger Principles of biochemistry. — Fifth edition. — New York: W. H. Freeman and company, 2008. — 1158 p. — ISBN 978-0-7167-7108-1.
• Кольман Я., Рём К.—Г. Наглядная биохимия. — 4-е изд.. — М.: БИНОМ. Лаборатория знаний, 2012. — 469 с. — ISBN 978-5-9963-0620-6.
• Биологическая химия с упражнениями и задачами / Под ред. С. Е. Северина. — М.: Издательская группа «ГЭОТАР-Медиа», 2011. — 624 с.

Массо- энергообмен в живых организмах или куда девается жир

Сегодня прочитал об исследовании, проведённом австралийским физиком. Он опросил 150 врачей, диетологов и персональных тренеров, задавая один и тот же вопрос: "Когда кто-то теряет в весе, куда девается жир?" и так же озаглавил статью.

Вот прикольная картинка с ответами:



По убывающей ответы: энергия/тепло, другое, фекалии, становится мышцами, пот/моча, не знаю и CO₂(+H₂O).
Если честно, 60 % ответов профильных специалистов о том, что жир становится энергией меня пугают. Учитывая, что 1 грамма вещества, превратившегося в энергию достаточно, чтобы уничтожить средних размеров город и убить десятки тысяч людей. В наш образованный век не знать этого (ну как мне, глядя глазам физика) как-то странно, если не сказать дико.

Исходя из знаменитой формулы E = mc², каждые 1000 ккал = 4.2 МДж соответствуют изменению массы примерно в 0.05 нанограмма — едва ли измеримая величина. 9100 ккал/кг в жире дадут изменение массы в 0.4 нг. А куда тогда деваются все эти килограммы? Давайте посмотрим!

Рассмотрим для примера реакцю окисления пальмитиновой жирной кислоты — наиболее распространённой в природе, во всяких маслах, салах и т.п.
В целом рассуждения для иных жиров особо отличаться не будут, т.к. калорийность у них у всех примрено одинаковая, и при их окислении на каждую одну молекулу кислорода выделяется примерно 0.7 молекулы углекислого газа:

C₁₆H₃₂O₂ + 23 O₂ -> 16 CO₂ + 16 H₂O + Q

Открываем таблицу Менделеева, смотрим атомные массы с точностью до целых:

256 а.е.м + 736 а.е.м. = 704 а.е.м. + 288 а.е.м.

Ничего ведь сложного, простая арифметика, так ведь? Делим левую и правую часть на атомную массу молекулы жирной кислоты и умножаем на 1 кг и сразу видна пропорция:

1 кг + 2.9 кг = 2.8 кг + 1.1 кг

И так, чтобы окислить 1 кг жира нужно (окгругляя до десятых) вдохнуть 2.9 кг кислорода и выдохнуть 2.8 кг углекислого газа и 1.1 кг воды. Плотность кислорода при нормальных условиях 1.33 г/л, так что для окисления 1 кг жирных кислот нужно 2180 литров кислорода при 20°С и нормальном давлении или примерно в пять раз больше воздуха. И ещё одно тайное знание, каждый литр кислорода в среднем позволяет окислить 5 ккал (4.74 ккал из жиров и 5.05 ккал из углеводов).

Вот такие дела, метаболизированную масу жира мы в основном выдыхаем, эта масса уходит через лёгкие. Впрочем, углеводы тоже, можете поупражняться:

(CH₂O)_n + nO₂ -> nCO₂ + nH₂O + Q

Большую часть продуктов метаболизма мы выдыхаем, но для этого нужно вдохнуть существенную массу кислорода.

Короткий обзор о высоком потреблении белка при снижении веса у спортсменов

A Brief Review of Higher Dietary Protein Diets in Weight Loss: A Focus on Athletes Stuart M. Phillips Источник Перевод эксперта FPA Сергея Струкова

ВВЕДЕНИЕ

Потребность в белке для основной части населения определяется множеством факторов и в большинстве случаев составляет 0,8 – 0,9 г белка на кг/сутки. В Канаде и США рекомендованное потребление (RDA) определяется как «... уровень среднего ежедневного потребления, который способен удовлетворить потребность в нутриенте практически для всех (98%) здоровых людей...». В определении также говорится, что «... при тренировках с отягощениями или на выносливость здоровым людям дополнительный белок не требуется» (1, 2). Подразумевается, что «базовая потребность» в белке удовлетворяется при потреблении на уровне RDA, даже у спортсменов с наиболее интенсивными тренировками. То есть 0,8 г белка на килограмм массы тела в сутки может покрыть все процессы, требующие аминокислот, и что большинство спортсменов достигнет баланса азота при подобном потреблении.

Тем не менее, уместно задать вопрос: достаточно ли это количество для адаптивных изменений с процессами, требующими аминокислот, и не будет ли это препятствовать достижению каких-либо целей спортсмена? На этот вопрос легко найти ответ в ряде обзоров (3, 4) и рекомендаций (5), в которых отмечается, что потребности в белке у спортсменов выше. Проблема расхождения между потребностями при оценке для общей популяции (1, 2) и рекомендациями для спортсменов (3 - 5), вероятно заключается в том, что минимальный уровень потребления белка способен поддерживать нормальную функции в общей популяции, тогда как спортсменам необходимо оптимизировать адаптацию к тренировкам.  Таким образом, «потребности» в белке неправильно применять к спортсменам, а более подходящее определение – «оптимальное потребление белка для людей, занимающихся спортом», вместо «потребления белка для достижения баланса азота» (1, 2). Эти сомнения особенно актуальны при дефиците энергии, кода выбор нутриентов для потребления, возможно, наиболее важен, по крайней мере, с позиции спортсмена.

Термодинамическая реальность при снижении массы тела у людей (то есть суммарное окисление запасённых субстратов) – общий приток потребляемой энергии должен быть ниже общего расхода энергии в течение определённого промежутка времени. В результате общая потеря, с точки зрения соотношения имеющейся сухой ткани и жира, составляет 1:3 (6). Ускорение снижения веса может сдвигать соотношение в сторону больших потерь сухой массы (7) даже у спортсменов (8). С точки зрения спортсмена, наиболее важно, чтобы снижение массы тела происходило за счёт жира с сохранением мышц, что более благоприятно для поддержания или увеличения работоспособности. Кроме того, во многих видах спорта желательны большая сила, мощность или выносливость по отношению к массе тела. Как мы упоминали ранее, высокое соотношение между потерей жира и сухой массы расценивается, как более высокое качество снижения веса (9). На самом деле, в некоторых случаях спортсменам необходимо увеличить сухую массу при снижении веса (10).

Цель статьи – краткий обзор данных для рассмотрения причин, по которым белок может составлять основу гипокалорийной диеты для снижения массы тела, благодаря его роли в насыщении, термогенезе, сохранении сухой массы, и средства, способствующего адаптации к тренировкам. 

РАЗЛИЧНЫЕ ПОДХОДЫ ДЛЯ ОПРЕДЕЛЕНИЯ ОПТИМАЛЬНОГО ПОТРЕБЛЕНИЯ БЕЛКА

Прежде мы сообщали, что для мужчины ~87 кг доза белка, которая максимально стимулирует синтез мышечных белков, составляет 20 г (11). Недавно Witard и коллеги (12), используя сывороточный белок натощак, подтвердили, что аналогичное количество белка достаточно для максимальной стимуляции синтеза мышечных белков. Таким образом, несмотря на возможность усвоения большей дозы белка, существует предел способности поглощать аминокислоты скелетными мышцами. Феномен «наполнения мышц» описан после приёма пищи (13). Тем не менее, важно отметить, что доза белка может зависеть от массы тела, что предполагает регулирование для больших и меньших по размеру спортсменов. На основе имеющихся данных (11, 12) доза, которая оптимально стимулирует синтез белков - ~0,25 г белка/кг массы тела (14). Принимая во внимание «дозу» для каждого приёма пищи, формируется стратегия потребления, основанная на периодической стимуляции синтеза белка, которую проверяли в исследовании Areta et al (15). В этом эксперименте наибольшую стимуляцию синтеза мышечных белков обнаружили в группе молодых мужчин, выполнявших упражнения с отягощениями, которые потребляли 20 г (~0,25 г/кг) белка каждые 4 часа, по сравнению с 10 г (~0,12 г/кг) каждые 2 часа или 40 г (~0,48) каждые 8 часов (15). Эти данные, как минимум, подтверждают, что доза ~0,25 г белка/кг/приём пищи оптимальна, по крайней мере, для стимуляции синтеза мышечных белков. И действительно, недавно нам удалось подтвердить, что это оптимальная доза белка для молодых мужчин (14). Несмотря на то, что большее количество также может усвоиться, синтез белков скелетных мышц не стимулируется в большей степени, но заметно повышается окисление аминокислот (11) и синтез мочевины (12). Важный факт, который нужно отметить при интерпретации эксперимента со срочным потреблением белка (15), состоит в том, что отслеживалась ответная реакция на потребление только белка, а влияние других нутриентов и энергетического баланса не выяснялось. Также следует с осторожностью экстраполировать результаты срочных изменений на долговременную фенотипическую адаптацию. Тем не менее, если приять 0,25 г белка/кг/приём пищи приемлемым, то можно определить и предоставить рекомендации по оптимальному ежедневному потреблению белка для спортсмена. Используя этот подход и допуская 4 отдельных приёма пищи в день, а также приём пищи перед сном, который содержит в два раза больше белка (0,5 г белка/кг/приём пищи), чтобы компенсировать потери от катаболизма во время сна (16), для 100 кг спортсмена нужно в течение дня потреблять  25 г белка с каждым приёмом пищи и 50 г дополнительно, что составит 150 г/сутки или 1,5 г/кг массы тела. Можно предположить, что требуется больше приёмов пищи, но, по-видимому, такой способ питания приведёт к поддержанию относительно высокой ежедневной концентрации аминокислот в крови, которая приведёт уменьшению ответной реакции синтеза мышечных белков (17). 

БЕЛОК В КАЧЕСТВЕ НАИБОЛЕЕ ВАЖНОГО МАКРОНУТРИЕНТА ПРИ СИНЖЕНИИ ВЕСА

Потребление белка выше рекомендуемых уровней, предположительно, даёт несколько преимуществ при снижении массы тела, включая более высокий термогенез, чем от потребления углеводов и жиров (18), большее чувство насыщения (19, 20) и, вероятно, большее уменьшение массы тела, жира, а также сохранение сухой массы (21, 22). Кроме того, предполагают, что белок способен посредством упомянутого выше независимого и/или синергетического влияния уменьшить фактическое потребление других нутриентов, вероятно, за счёт гомеостатического механизма поведения, основанного на «предпочтении» белка, которое Симпсон и Раубенхаймер (23) назвали гипотезой «протеинового рычага» (protein leverage). Проверка этой гипотезы показала, что потребление белка ниже 10 – 15% от общего поступления энергии связано с большей ежедневной потребностью в энергии, чем при более высоком уровне (24, 25). В дополнение, недавний мета-анализ потребления энергии adlibitum подтверждает, что небелковое (из углеводов и жиров) потребление энергии увеличивается при снижении доли белка в питании (26). Доказательства повышенного потребления энергии при доле белка ниже 20% убедительнее, чем при более высоком потреблении (26). Если гипотеза протеинового рычага верна, а также по нескольким упомянутым выше причинам, есть основания для увеличения потребления белка при дефиците энергии.

Одним из условий при снижении массы тела у спортсменов, если они применяют гипокалорийную диету и соответственно рекомендациям, увеличивают потребление белка, является уменьшение количества остальных макронутриентов. Несмотря на множество предложений потреблять больше жиров (предполагается и больше белка), снижая потребление углеводов, такая диета не позволяет проявлять высокую работоспособность при упражнениях высокой интенсивности (27, 28). Таким образом, для спортсменов, которые стремятся сохранить / увеличить интенсивность тренировок, разумно сократить потребление энергии из жиров для создания дефицита и сделать акцент на белки и углеводы. Эта тема выходит за рамки данного обзора, но вы можете самостоятельно ознакомиться с последними рекомендациями по углеводам, основанным на интенсивности и объёме тренировок (29, 30). Несмотря не представленные рекомендации, спортсмены, которые не тренируются с высокой интенсивностью нагрузок или находятся в периоде тренировочного цикла с низкой интенсивностью и объёмом, могут полноценно тренироваться и выступать при низком потреблении углеводов. Например, низкоуглеводная стратегия может предоставить преимущества при снижении массы тела, так как низкое потребление углеводов на фоне высокого потребления белков связано с большей потерей массы тела и жира, а также сохранением сухой массы (21, 22), по крайней мере, у не занимающихся спортом людей с ожирением. Тем не менее, вполне возможно, что спортсмены смогут изменить состав тела, тренируясь и хорошо планируя потребления нутриентов, с акцентом на белках для сохранения мышечной массы и поддержанием уровня нагрузок (10).

СКОЛЬКО ПОТРЕБЛЯТЬ БЕЛКА ПРИ УМЕНЬШЕННОЙ КАЛОРИЙНОСТИ?

Мета-анализ (21) и мета-регрессия (22) на основе данных людей, не занимающихся спортом, показали, что по сравнению с нормальным потреблением белка (12 – 15% энергии из белка) высокое потребление (25 – 35% энергии из белка) может уменьшить потери мышечной массы при снижении калорийности, а также больше обеспечить уменьшение жира и общей массы тела. Кроме того, упражнения с отягощениями также способны значительно стимулировать синтез мышечных белков, что в результате приводит к сохранению большего количества сухой массы при дефиците энергии (6, 31). Фактически, питание с высоким потреблением белка в сочетании с упражнениями (в одних случаях с отягощениями, в других сочетание силовых и аэробных) проявляет способность к относительно большему сохранению сухой массы (8, 9, 32, 33). В одном из последних систематических обзоров для спортсменов, тренирующихся с отягощениями, Helms et al (34) оценивали возможность компенсации потери веса у «сухих» спортсменов при различных вариантах питания с низкой калорийностью. На основании оценки всего лишь 13 исследований, в 9 из них отмечено, что сухая масса тела сохранялась или увеличивалась. Тем не менее, у большинства подобных исследований есть проблемы: значительные различия схемы эксперимента, существенные различия дозы белка или полное отсутствие высокой или низкой дозы (35), невозможность контроля тренировки субъектов в гипокалорийный период, плюс разная продолжительность периодов снижения веса (позволяющая больше тренироваться одной из групп) (8), а также небольшие размеры выборки (32, 35, 36). 

Несмотря на ограничения оцениваемых исследований, авторы сделали вывод, что для предотвращения потерь сухой массы требуется высокое потребление белка – 2,3-3,1 г/кг/сутки (34). Другие авторы, основываясь на обобщении данных, также предположили, что для предотвращения потерь мышечной массы и большего уменьшения жира необходимо потреблять значительно больше белка (37). В последнем исследовании Pasiakos et al (38), наоборот, обнаружили, что сухая масса сохраняется лучше в группе, потребляющей белок 1,6 г/кг/сутки, по сравнению с группой, потребляющей 2,4 г/кг/сутки. Таким образом, вполне резонно предоставить рекомендации о том количестве белка, которое необходимо на самом деле. Достаточно будет сказать, что основываясь на доступных данных, потребление белка выше рекомендаций RDA (а именно 1,3 – 1,8 г/кг/сутки) (39), а возможно и существенно выше (2,3 – 3,1 г/кг/сутки), как некоторые рекомендуют (34), может компенсировать потери сухой массы. Тем не менее, следует принять во внимание факторы, способные повлиять на специфические рекомендации: тренированность, цели, скорость уменьшение веса (величину дефицита энергии) и объём тренировок в течение гипокалорийного периода. 

ВЫСОКОЕ ПОТРЕБЛЕНИЕ БЕЛКОВ И ЗДОРОВЬЕ ПОЧЕК

Потенциальный риск для здоровья почек – наиболее частая проблема, к которой обращаются при обсуждении питания с высоким содержанием белка. Вероятно, эти комментарии основаны на факте, что у людей с почечной недостаточностью ограничено потребление белка (40). Несмотря на обоснованность ограничения в данном случае (40), образуется порочный круг доказательств, что людям с нормальной функцией почек также нельзя потреблять много белка. Однако то, что люди с почечной недостаточностью получат преимущества от питания с низким содержанием белка, не значит, что спортсмены с нормальной функцией почек при потреблении высокого количества белка будут иметь проблемы со здоровьем почек (41, 42). На самом деле, если обратить внимание на рекомендации Медицинского института  в отношении RDA по белку для Северной Америки (1), а также на доклад Всемирной организации здравоохранения (ВОЗ) относительно потребления белка (2), то можно отметить, что нет доказательства связи питания с высоким содержанием белка и болезнью почек. Согласно докладу ВОЗ (2): «... предположение, что скорость клубочковой фильтрации снизится… у здоровых людей... и ситуацию можно улучшить путём уменьшения количества белка в питание, по-видимому, не имеет основания». 
Заключение ВОЗ соответствует содержанию Нормальных значений для потребления нутриентов Австралии и Новой Зеландии (43), в которых делается вывод: «Не опубликовано данных, подтверждающих, что питание, содержащее до 2,8 г белка/кг/сутки, производит неблагоприятное воздействие на обменные процессы в почках у спортсменов. Кроме того, не выявлена связь между потреблением белка и развитием почечной недостаточности (44)».

ВЫВОДЫ

Белок – важный макронутриент в ежедневном питании спортсменов. Несмотря на заявления, что потребление белка на уровне современных RDA достаточно для спортивной деятельности, подобный уровень потребления не создаёт оптимальных условий для адаптации. Согласно современным данным, рекомендуется потреблять 0,25 г белка/кг/в отдельный приём пищи (14) и больший приём перед сном (см. выше). Основываясь на доступной информации, белок имеет первостепенное значение при снижении массы тела, принимая во внимание, что высокое потребление белка помогает сохранить сухую массу и способствует уменьшению жира. Кроме того, примечательны свойства белка как макронутриента: способность вызвать насыщение, термогенный эффект и свойство «рычага», которое подчёркивает его главенствующую роль при ограничении потребления энергии для снижения веса. Специфических рекомендаций относительно точного количества белка недостаточно, по разным оценкам рекомендуется потреблять от 1,3 – 1,8 г/кг/сутки до гораздо большего количества. В то время как высокое потребление белка, особенно для сохранения сухой массы тела при ограничении калорийности, предположительно эффективно, в настоящее время недостаточно данных, поддерживающих необходимость очень высокого потребления (2,5 г/кг/сутки), так как стратегия не приводит к улучшению композиции тела или спортивных результатов. Это может означать, что спортсменам уменьшающим калорийность, необходимо увеличивать потребление белков. При этом разумно сосредоточиться на уменьшении потребления жиров, сохраняя потребление углеводов для поддержания работоспособности. И, наконец, несмотря на широко распространённое мнение, что высокое потребление белка нарушает функцию почек, не существует данных, поддерживающих эту точку зрения.

References

1. Institute of Medicine. Dietary reference intakes for energy, car- bohydrate, fiber, fat, fatty acids, cholesterol, protein, and amino acids. Washington: National Academies Press; 2005. 
2. WHO Technical Report Series 935. Protein and amino acid requirements in human nutrition: report of a joint FAO/WHO/ UNU expert consultation. WHO; 2011. 
3. Phillips SM,  Hartman JW, Wilkinson SB. Dietary protein to support anabolism with resistance exercise in young men. J Am Coll Nutr. 2005;24:134S–9S.
4. Phillips SM. Protein requirements and supplementation in strength sports. Nutrition. 2004;20:689–95.
5. Rodriguez NR, Di Marco NM, Langley S. American College of Sports Medicine position stand. Nutrition and athletic perfor- mance. Med Sci Sports Exerc. 2009;41:709–31.
6. Weinheimer EM, Sands LP, Campbell WW. A systematic review of the separate and combined effects of energy restriction and exercise on fat-free mass in middle-aged and older adults: implications for sarcopenic obesity. Nutr Rev. 2010;68:375–88.
7. Chaston TB, Dixon JB, O’Brien PE. Changes in fat-free mass during significant weight loss: a systematic review. Int J Obes (Lond). 2007;31:743–50.
8. Garthe I, Raastad T, Refsnes PE, et al. Effect of two different weight-loss rates on body composition and strength and power- related performance in elite athletes. Int J Sport Nutr Exerc Metab. 2011;21:97–104.
9. Josse AR, Atkinson SA, Tarnopolsky MA, et al. Increased consumption of dairy foods and protein during diet- and exercise- induced weight loss promotes fat mass loss and lean mass gain in overweight and obese premenopausal women. J Nutr. 2011;141:1626–34.
10. Haakonssen EC, Martin DT, Burke LM, et al. Increased lean mass with reduced fat mass in an elite female cyclist returning to competition: case study. Int J Sports Physiol Perform. 2013;8:699–701.
11. Moore DR, Robinson MJ, Fry JL, et al. Ingested protein dose response of muscle and albumin protein synthesis after resistance exercise in young men. Am J Clin Nutr. 2009;89:161–8.
12. Witard OC, Jackman SR, Breen L, et al. Myofibrillar muscle protein  synthesis  rates  subsequent  to  a  meal  in  response  to increasing  doses  of  whey  protein  at  rest  and  after  resistance exercise. Am J Clin Nutr. 2014;99:86–95.
13. Atherton PJ, Etheridge T, Watt PW, et al. Muscle full effect after oral protein: time-dependent concordance and discordance between human muscle protein synthesis and mTORC1 signaling. Am J Clin Nutr. 2010;92:1080–8.
14. Moore DR, Churchward-Venne TA, Witard O, et al. Protein ingestion to stimulate myofibrillar protein synthesis requires greater relative protein intakes in healthy older versus younger men. J Gerontol A Biol Sci Med Sci. Epub 23 Jul 2014. 
15. Areta JL, Burke LM, Ross ML, et al. Timing and distribution of protein ingestion during prolonged recovery from resistance exercise alters myofibrillar protein synthesis. J Physiol. 2013;591:2319–30.
16. Res PT, Groen B, Pennings B, et al. Protein ingestion prior to sleep improves post-exercise overnight recovery. Med Sci Sports Exerc. 2012;44:1560–9.
17. Bohe J, Low JF, Wolfe RR, et al. Latency and duration of stimulation of human muscle protein synthesis during continuous infusion of amino acids. J Physiol. 2001;532:575–9.
18. Westerterp KR. Diet induced thermogenesis. Nutr Metab (Lond). 2004;1:5. 
19. Westerterp-Plantenga MS, Nieuwenhuizen A, Tome D, et al. Dietary protein, weight loss, and weight maintenance. Annu Rev Nutr. 2009;29:21–41.
20. Halton TL, Hu FB. The effects of high protein diets on thermo- genesis, satiety and weight loss: a critical review. J Am Coll Nutr. 2004;23:373–85.
21. Wycherley TP, Moran LJ, Clifton PM, et al. Effects of energy- restricted high-protein, low-fat compared with standard-protein, low-fat diets: a meta-analysis of randomized controlled trials. Am J Clin Nutr. 2012;96:1281–98.
22. Krieger JW, Sitren HS, Daniels MJ, et al. Effects of variation in protein and carbohydrate intake on body mass and composition during energy restriction: a meta-regression. Am J Clin Nutr. 2006;83:260–74.
23. Simpson SJ, Raubenheimer D. Obesity: the protein leverage hypothesis. Obes Rev. 2005;6:133–42.
24. Gosby AK, Conigrave AD, Lau NS, et al. Testing protein leverage in lean humans: a randomised controlled experimental study. PLoS One. 2011;6:e25929. 
25. Martens EA, Lemmens SG, Westerterp-Plantenga MS. Protein leverage affects energy intake of high-protein diets in humans. Am J Clin Nutr. 2013;97:86–93.
26. Gosby AK, Conigrave AD, Raubenheimer D, et al. Protein leverage and energy intake. Obes Rev. 2014;15(3):183-191. 
27. Burke LM, Hawley JA. Fat and carbohydrate for exercise. Curr Opin Clin Nutr Metab Care. 2006;9:476–81.
28. Havemann L, West SJ, Goedecke JH, et al. Fat adaptation fol- lowed by carbohydrate loading compromises high-intensity sprint performance. J Appl Physiol. 1985;2006(100):194–202. 
29. Burke LM, Hawley JA, Wong SH, et al. Carbohydrates for training and competition. J Sports Sci. 2011;29(Suppl 1):S17–27.
30. Stellingwerff T, Maughan RJ, Burke LM. Nutrition for power sports: middle-distance running, track cycling, rowing, canoeing/ kayaking, and swimming. J Sports Sci. 2011;29(Suppl 1):S79–89.
31. Frimel TN, Sinacore DR, Villareal DT. Exercise attenuates the weight-loss-induced reduction in muscle mass in frail obese older adults. Med Sci Sports Exerc. 2008;40:1213–9.
32. Mero AA, Huovinen H, Matintupa O, et al. Moderate energy restriction with high protein diet results in healthier outcome in women. J Int Soc Sports Nutr. 2010;7:4. 
33. Mettler S, Mitchell N, Tipton KD. Increased protein intake reduces lean body mass loss during weight loss in athletes. Med Sci Sports Exerc. 2010;42:326–37.
34. Helms ER, Zinn C, Rowlands DS, et al. A systematic review of dietary protein during caloric restriction in resistance trained lean athletes: a case for higher intakes. Int J Sport Nutr Exerc Metab. 2013;24:127–38.
35. Maestu J, Eliakim A, Jurimae J, et al. Anabolic and catabolic hormones and energy balance of the male bodybuilders during the preparation for the competition. J Strength Cond Res. 2010;24:1074–81.
36. Walberg JL, Leidy MK, Sturgill DJ, et al. Macronutrient content of a hypoenergy diet affects nitrogen retention and muscle function in weight lifters. Int J Sports Med. 1988;9:261–6.
37. Bosse JD, Dixon BM. Dietary protein in weight management: a review proposing protein spread and change theories. Nutr Metab (Lond). 2012;9:81. 
38. Pasiakos SM, Cao JJ, Margolis LM, et al. Effects of high-protein diets on fat-free mass and muscle protein synthesis following weight loss: a randomized controlled trial. FASEB J. 2013;27:3837–47.
39. Churchward-Venne TA, Murphy CH, Longland TM, et al. Role of protein and amino acids in promoting lean mass accretion with resistance exercise and attenuating lean mass loss during energy deficit in humans. Amino Acids. 2013;45:231–40.
40. Fouque D, Laville M. Low protein diets for chronic kidney dis- ease in non diabetic adults. Cochrane Database Syst Rev. 2009;(3):CD001892. 
41. Martin WF, Armstrong LE, Rodriguez NR. Dietary protein intake and renal function. Nutr Metab (Lond). 2005;2:25. 
42. Poortmans JR, Dellalieux O. Do regular high protein diets have potential health risks on kidney function in athletes? Int J Sport Nutr Exerc Metab. 2000;10:28–38.
43. Nutrient reference values for Australia and New Zealand: mac- ronutrient balance. 2014. 
44. Brandle E, Sieberth HG, Hautmann RE. Effect of chronic dietary protein intake on the renal function in healthy subjects. Eur J Clin Nutr. 1996;50:734–40.